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chimie), C (Sciences de la Terre, Paléontologie, Géologie, Minéralogie). 4 livraisons par an.

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Source : MNHN, Paris

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Source : MNHN, Paris

MÉMOIRES DU MUSÉUM NATIONAL D’HISTOIRE NATURELLE

Série B, Botanique, Tome XXVIII

ANALYSE DES PHÉNOMÈNES PARIÉTAUX

AU COURS DE LA CONIDIOGENÈSE

CHEZ QUELQUES CHAMPIGNONS MICROSCOPIQUES

par

Marie-France ROQUEBERT’

SOMMAIRE

INTRODUCTION. 5

MATÉRIEL ET MÉTHODES. 7

I. Matériel fongique. 7

A. — Formations conidiennes en chaînes basipètes (phialides). 7

B. — Formations conidiennes en chaînes acropètes. 9

II. — Techniques . 12

A. — Microscope électronique à transmission . 12

B. — Microscope électronique à balayage . 14

C. — Cultures en chambre gélosée... 14

Première pa rtie : LA PAROI DU MYCÉLIUM VÉGÉTATIF. 15

I. — Notions fondamentales. 15

II. — Observation de la structure pariétale. 19

A. — Mycélium hyalin. 19

B. — Mycélium dématié. 20

III. — Modifications morphogènes de la paroi des hyphes. 21

A. — Ramifications. 21

1) Données bibliographiques. 21

2) Observation de la genèse des rameaux latéraux. 22

B. — Cloisonnement. 23

1) Données bibliographiques. 23

2) Observation de la genèse des cloisons. 24

— cloisons hyalines. 24

— cloisons dématiées. 25

* Laboratoire de Cryptogamie, L.A. 257 (CNRS), Muséum national d’Histoire naturelle, 12, rue de Buiïon,

75005 Paris.

Source : MNHN, Paris

4 MARIE-FRANCE ROQUEBERT

Deuxième partie : GENÈSE ET FONCTIONNEMENT DES PHIALIDES . 29

I. — Hyphe conidiogène. 29

A. — Définition. Rappel bibliographique. 29

B. — Différenciation. 31

1) Chronologie de la différenciation. 31

— Aspergillus tamarii . 31

— Stilbothamnium nudipes . 32

•— Penicilliopsis dichotomus . 33

Discussion. 33

2) Cytologie de la différenciation. 34

a) Filament conidiophore. 34

b) Formation des pliialides. 34

Aspergillus tamarii . 34

Penicilliopsis dichotomus . 36

Discussion. 36

II. — Conidiogenèse basipète. 38

A. — Définition. Rappel bibliographique. 38

B. — Analyse de la conidiogenèse. 39

1) Aspergillus tamarii . 39

— Formation de la première conidie. 39

— Formation des conidies successives. 39

2) Stilbothamnium nudipes . 43

Discussion. 44

III. — Maturation et libération des conidies. 48

A. — Maturation. 48

Stilbothamnium nudipes . 48

Aspergillus tamarii . 49

B. — Libération. 50

Discussion. 50

Troisième partie : FORMATION DES CONIDIES EN CHAÎNES ACROPÈTES ET FONCTION¬

NEMENT DES CONIDIOPHORES A CROISSANCE INDÉTERMINÉE. 53

A. — Définition du genre Cladosporium Link ex Fr. 54

B. — Observations des phases conidiogènes. 55

1) Observation en microscopie photonique. 55

2) Observation en microscopie électronique. 56

a) Conidiogenèse acropète. 56

b) Fonctionnement des conidiophores. 57

Cladosporium herbarum . 57

Cladosporium cladosporioides . 58

Discussion. 59

CONCLUSIONS. 65

I. — Mécanismes pariétaux. 65

II. — Caractéristiques conidiennes. 66

III. — Conclusions concernant une classification « naturelle » des champignons. 67

BIBLIOGRAPHIE. 73

PLANCHES. 81

Source : MNHN, Paris

PHÉNOMÈNES PARIÉTAUX AU COURS DE LA CONIDIOGENÈSE

INTRODUCTION

Les champignons filamenteux s’accroissent sur le substrat dont ils dépendent par l’extension

de formations mycéliennes appelées hyphes.

Ce mode de colonisation du milieu assure la survie d’un organisme dont il peut constituer l’unique

moyen de propagation. Dans la majorité des cas, cependant, cette forme végétative très vulnérable

sur bien des plans, est accompagnée d’une phase de résistance et de dispersion caractérisée par la for¬

mation de spores.

Celles-ci constituent une discontinuité dans le développement du thalle fongique dont elles sont

issues et qu’elles reproduiront par germination. Ainsi, le développement complet d’un champignon

implique une phase végétative mycélienne et une phase reproductrice.

La reproduction peut présenter un caractère sexué ou non sexué, les deux modalités pouvant

se produire simultanément sur le même organisme.

Certaines formes fongiques ne possèdent pas, ou ne présentent pas dans les conditions de l’obser¬

vation, de reproduction sexuée. Elles se multiplient et sont dispersées au moyen de spores mitotiques :

les conidies produites directement à partir d’un élément mycélien plus ou moins différencié. En raison

de l’incapacité dans laquelle nous sommes de les rattacher à une forme sexuée, ces champignons ont

reçu le nom de Champignons Imparfaits ou Deutéromycètes.

Si l’on est en droit d’espérer qu’un certain nombre d’entre eux pourra, au hasard des récoltes

ou grâce à des conditions de culture techniquement mieux adaptées, être rattaché à une forme sexuée

connue, il est sans doute illusoire de croire que la connexion pourra être réalisée pour toutes les espèces.

Cependant, l’importance numérique du groupe (environ 15 000 représentants), leur fréquence, la diver¬

sité de leur habitat et l’extrême richesse de leur morphologie obligent à la reconnaissance des Cham¬

pignons Imparfaits.

La première classification établie par Saccardo à la fin du xix e siècle reposait sur des carac¬

tères purement descriptifs. Avec l’amélioration des techniques d’observation et de culture, on devait,

quelques décennies plus tard, compléter ces données par des notions biologiques portant en particu¬

lier sur le mode de conidiogenèse. Cette initiative, due principalement à Vuillemin, fut le point de

départ de la classification actuelle des Champignons Imparfaits.

11 est apparu que l’étude à un niveau approfondi des mécanismes de genèse conidienne pour¬

rait valablement contribuer à la systématique des formes de multiplication asexuée. Cependant, les

résultats nouveaux obtenus grâce à la microscopie électronique s’intégrent difficilement dans les sys¬

tèmes proposés.

Cherchant à réaliser une synthèse des données acquises à l’échelle ultrastructurale, nous avons

tenté, dans le présent travail, de pousser plus avant la recherche des processus fondamentaux qui

réalisent, chez certains Champignons Imparfaits, le passage de l’état mycélien à l’état de reproduc¬

tion asexuée.

Cette évolution est sous la dépendance d’un certain nombre de facteurs, principalement d’ordre

génétique, écologique et physiologique. Nous avons choisi de nous attacher à la traduction de ces

informations au niveau des parois.

L’analyse fine de l’évolution et de la dynamique des structures pariétales sera donc suivie

dans la phase végétative du mycélium, puis au cours de la différenciation morphologique qui précède

la phase reproductive et, enfin, lors de la conidiogenèse.

Source : MNHN, Paris

PHÉNOMÈNES PARIÉTAUX AU COURS DE LA CONIDIOGENÈSE

MATÉRIEL ET MÉTHODES

I. - MATÉRIEL FONGIQUE

Notre étude de la différenciation et du fonctionnement conidiogénétique a porté principalement

sur deux types de formations :

— formation de conidies successives à partir d’une cellule génératrice différenciée, en forme

de bouteille, appelée phialide. L’élément le plus jeune se trouve situé à proximité immédiate de la

cellule sporogène (chaîne basipète). Les conidies peuvent rester groupées en chaînes plus ou moins

durables ou s’agréger en têtes ;

— formation, à partir d’une cellule faiblement différenciée, d’une conidie unique qui donnera

naissance à une conidie secondaire, bourgeonnant à son tour une conidie tertiaire et ainsi de suite

tout au long de la chaîne. L’élément le plus jeune se trouve au sommet (chaîne acropète).

Le choix des espèces nous a été dicté par leur caractère représentatif du mécanisme étudié

et par leur relative fréquence dans la nature, permettant une observation sur le substrat naturel.

A. Formations conidiennes en chaînes basipètes (Phialides)

STILBOTHAMNIUM NUDIPES Haum. (Fig. 1)

S. nudipes est un Hyphomycète séminicole tropical à affinités eurotioïdes. La souche sur laquelle

nous avons travaillé a été isolée par M me J. Nicot, sur graines de Landolphia (Apocynacées) en R.C.A.

(1969).

L’échantillon original porte à la fois des formes agrégées (corémies), dispersées (mucédies) et des

sclérotes.

— Les formes agrégées sont filiformes, atteignant parfois 6 cm de long, larges et cylindriques

à la base, se divisant vers le sommet en 2 ou 3 rameaux allongés. Ces corémies, dont l’ensemble pré¬

sente une coloration jaune dorée, sont hérissées de poils atteignant 1 mm à 1,5 mm, terminés par une

petite tête sporifère globuleuse.

L’observation microscopique révèle la nature aspergillaire de ces formations latérales. Elles

portent en effet un renflement terminal ampulhforme couvert de phialides (12 X 2 fxm), cloisonnées,

qui donnent naissance à de fragiles et courtes chaînes de conidies.

Celles-ci ont une base tronquée (7-10 p.m X 6-7 pm) et sont arrondies vers le sommet où elles

sont alors nettement ornementées. Elles ont une couleur jaune vif.

— La forme mucédinée est constituée d’éléments aspèrgillaires, de morphologie, de taille et

de coloration analogues aux précédents.

Source : MNHN, Paris

MARIE-FRANCE ROQUEBERT

— Sur les mêmes graines, on peut observer des sclérotes subglobuleux (3-5 mm), lisses, compacts,

de teinte gris-beige, portés par un pédicelle épais. Les coupes que nous avons pu y effectuer révèlent

leur caractère stérile et leur constitution plectenchymateuse.

Par sa couleur, l’absence de métules vraies et la formation de sclérotes, l’échantillon étudié,

au moins sous sa forme mucédinée, évoque les Aspergillus du groupe glaucus.

Cependant, l’aspect verruqueux des conidiophores le rapproche de Aspergillus citrisporus, dont

les têtes conidiennes sont semblables à celles du groupe glaucus mais pour lesquels la présence de coni¬

diophores rugueux a conduit Thom et Râper (1945) à effectuer un transfert dans le groupe lamarii,

puis dans le groupe ornatus (Râper et Fennell, 1965).

Fie. t. — Slilbothamnium nudipes Haurn.

A : Tête conidienne. Le conidiophorc (Co) est renflé au sommet en une vésicule porteuse de phialides (pli). cloi¬

sonnées à la base ; c : conidie.

B : Champignon sur son substrat naturel : une graine de Landolphia.

Les corémies, tapissées de têtes conidiennes s'y développent par groupes. A la base de ceux-ci se forment des

têtes dispersées et des sclérotes. G. X 1,5.

Source : MNHN, Paris

PHÉNOMÈNES PARIÉTAUX AU COURS DE LA CONIDIOGENÈSE

Malgré ces ressemblances, il est pourtant douteux que S. nudipes soit simplement un Asper-

gillus corémié. Il présente en effet par rapport aux Aspergillus typiques, des différences importantes :

absence de cellule podale du conidiophore, brièveté et labilité des chaînes conidiennes, sclérotes pédi-

cellés. U y aurait lieu de le comparer avec l’espèce type du genre : S. dybowskii (Pat.) Henn. dont il

diffère, entre autres, par la structure des conidiophores et la présence de sclérotes.

Ce dernier trait conduit enfin à rapprocher S. nudipes du groupe des Penicilliopsis Solms-

Laubach ex Saccardo, champignon séminicole ascosporé dont les ascocarpes offrent une grande res¬

semblance avec les éléments sclérotioïdes de S. nudipes.

Dans le cadre du présent travail, nous ne développerons pas plus avant la position systématique

du S. nudipes et de ses affinités avec les genres voisins. Nous nous proposons de remettre à plus tard,

à la lumière d’observations et de récoltes complémentaires, cette révision systématique ébauchée par

Hauman (1936).

Les premières étapes de cette démarche nous ont conduite à effectuer des analyses prélimi¬

naires portant sur un autre champignon séminicole tropical identifié, ad intérim, comme Penicilliopsis

dichotomus Haum.

Récoltée en 1968 sur le même substrat, en R.C.A., par M me J. Nicot, la souche est cultivée

au laboratoire depuis son isolement. Elle présente un mycélium jaune ocre qui tourne vers le brun

au bout de 30 jours de culture. Les corémies, rares, dressées, sont simples puis ramifiées vers le quart

supérieur ; elles portent des conidiophores latéraux courts, organisés en pinceaux comme l’indique

le nom du genre. A leur sommet, ils donnent un éventail de phialides au nombre de 6 à 8. Dans un

même vcrticille, certaines cellules sporogènes produisent, en culture, des spores caténées allongées

(30 pm X 4 pm) tandis que les voisines forment des séries de conidies ovales (8 pm X 3,5 pm) aplaties

aux deux extrémités.

Nous rapporterons ici seulement les résultats concernant le mode de formation des phialides

d’un même verticillc au sommet du conidiophore.

ASPERGILLUS TAMARII Kita. (Fig. 2)

La souche d'A. lamarii a été également isolée par M me J. Nicot sur olives en conserve (myco-

thèque n° 1934).

Ce champignon appartient au groupe flavus (Rapek et Fennell, 1965) caractérisé par des

conidiophores rugueux et des tètes conidiennes uni- ou bisériées, les deux types cohabitant d’ailleurs

parfois, sur la même ampoule fertile.

En culture il offre une pigmentation caractéristique allant du jaune vert au brun sombre.

Les conidies, groupées en chaînes persistantes sont, au sortir de la phialide, allongées en forme

de tonnelets ; à maturité, elles s’arrondissent et acquièrent une ornementation plus marquée. Elles

mesurent environ 5,5 à 6,6 pm de diamètre. Contrairement à certains représentants du groupe, notre

souche n’a jamais formé de sclérotes.

Nous avons choisi cette espèce en raison de la persistance des formations conidiennes caténées

qui contraste avec la labilité observée chez S. nudipes, de la rapidité du développement en culture et,

enfin, de la stabilité apparente des caractères morphologiques au cours des repiquages successifs.

B. — Formations conidiennes en chaînes acropètes du type cladosporium

La relative fréquence des Cladosporium sur les substrats végétaux nous a conduite à n’utiliser

pour les observations de structure que du matériel frais, directement prélevé sur l’hôte.

CLADOSPORIUM HERDARUM (Pers.) Link ex S. F. Gray (Fig. 3)

A la surface des pétioles de Juglans où nous l’avons récolté, le champignon se manifeste sous

forme de taches noires visibles à l’œil nu. Observées à la loupe, ces macules sont constituées de fila-

Source : MNHN, Paris

MARIE-FRANCE ROQUEBERT

Fio. 2. — Aspergillus tamarii Kita.

A : Tête conidienne unisériée.

B : Tête conidienne bisériée où les phialides sont portées par un segment intercalaire : la métule. Les conidies

sont disposées en chaînes durables.

Source : MNHN, Paris

Fig. 3. — Cladosporium lierbarum (Pers.) ex S. F. Gray. Les conidies prennent naissance

à partir d’un filament conidiophore à croissance continue. D’après M. B. Elus (1971).

Fig. 4. — Cladosporium cladosporioides (Fresn.) de Vries.

Le conidiophore a, dans ce cas, une croissance définie. D'après M. B. Ellis (1971). Source : MNHN, Paris

MARIE-FRANCE ROQUEBERT

ments conidiophores, groupés à la surface d’un stroma pseudoparenchymateux, portant à leur sommet

des arbuscules plus ou moins denses de conidies réfringentes. Celles-ci sont groupées en chaînes rami¬

fiées et fragiles ; elles ont une forme allongée (de 15 X 5 (im en moyenne), sont de couleur brun clair

et ornementées sur toute leur surface ; elles présentent des cicatrices proéminentes à deux extrémités.

La plupart sont unicellulaires mais certaines sont cloisonnées en deux ou, plus rarement, trois cellules.

Les conidiophores qui les portent peuvent atteindre 250 pm de haut. Ils sont brun sombre légèrement

rugueux et présentent des zones élargies, géniculées, porteuses de cicatrices conidiennes étagées, dis¬

posées à chaque coude latéral du filament. Ces zones fertiles, morphologiquement distinctes, peuvent

être terminales ou intercalaires, séparées alors par des zones de croissance rectiligne.

CL A DOSPORIU M CLADOSPORIOIDES (Fresen.) de Vries. (Fig. 4)

La deuxième espèce de Claposdorium que nous avons examinée se développait sur des tiges

de Typha, récoltées en Loire-Atlantique. Elle y forme des plages régulières, diffuses, assez rares, d’un

vert sombre. Les arbuscules conidiens sont plus serrés et plus courts que ceux de C. herbarum.

L’observation microscopique de notre souche révèle la présence de conidiophores ayant, pour

la plupart, l’aspect de branches latérales (de 30 pm environ) portées par des hyphes dématiées plus

larges. Ces ramifications fertiles se terminent soit par un léger renflement terminal porteur de quelques

cicatrices conidiennes (4 à 5), soit par deux ou trois brèves digitations terminées chacune par une cica¬

trice.

Les spores sombres sont ellipsoïdes, parfois nettement apiculées aux extrémités, mesurant en

moyenne 5 sur 2 pm, à paroi lisse. Très généralement unicellulaires, les ramo-conidies sont parfois

divisées par une cloison médiane.

C. herbarum a été décrit comme l’anamorphe de deux Ascomycètes du genre MycosphaereUa :

M. tassiana (V. Arx, 1949) et M. tulasnei (Kienholz, 1944). Cette communauté de forme conidienne

conduit Von Anx (1950) à établir une synonymie entre les deux téléomorphcs réunies sous le nom

de M. tassiana.

C. cladosporioid.es n’a pas de phase téléomorphique connue.

Parallèlement à un mode de conidiogenèse blastique en direction acropète, les deux champi¬

gnons de ce genre possèdent des conidiophores dont le fonctionnement apical, fini ou itératif selon

l’espèce, entraîne une différence morphologique sensible. C. herbarum a été choisi en raison de ses coni¬

diophores bien différenciés auxquels l’accroissement apical, lors de la conidiogenèse, confère un aspect

géniculé, parfois noduleux, nettement discernable. Les traces d’insertions conidiennes relativement

espacées soulignent un aspect sympodial aux géniculations étagées. Ceux de C. cladosporioides, par

contre, ne montrent pas d’accroissement notable, la cellule conidiogène intégrée porte à son sommet

un petit nombre de cicatrices (pas plus de 5) étroitement groupées ou portées par de courts diverti¬

cules (pl. 20).

IL — TECHNIQUES

A. — Microscopie électronique à transmission

La reconstitution des séquences de la conidiogenèse par l’observation de phases ponctuelles

successives rencontre deux difficultés principales : le prélèvement d’une phase de développement pré¬

cise dans une culture où elles sont juxtaposées et indistinctes à l’œil nu, et le maintien de la cohésion

des éléments conidiens et conidiogenes entre eux, au cours des transferts successifs dans les différents

fixateurs.

Nous avons tenté de tourner ces difficultés de plusieurs façons.

Prélèvement du matériel : La situation du mycélium végétatif au sein du milieu de culture modi-

Source : MNHN, Paris

PHÉNOMÈNES PARIÉTAUX AU COURS DE LA CONIDIOGENÊSE

fie sa structure pariétale ; en conséquence, pour l’étude des mécanismes conidiogènes, nous avons

systématiquement évité de prélever du matériel développé dans le substrat nutritif artificiel. L’orga¬

nisation même des fructifications nous a parfois aidée dans cette tâche En effet, les corémies de Stil-

bolhamnium nudipes dressées au-dessus du milieu, ont pu être prélevées in loto et transférées dans le

fixateur. La disposition chronologiquement étagée des têtes conidiennes autorise, par la suite, le choix

et le prélèvement de tel ou tel stade déterminé. Pour les Cladosporium, nous avons travaillé sur du

matériel frais. De petits morceaux d’épiderme foliaire (environ 3 mm*) porteur de champignon ont

été découpés sous la loupe et fixés immédiatement. Pour fixer les têtes d'Aspergillus tamarii, nous

avons eu recours à la technique de la culture sur un film de cellophane appliqué à la surface du milieu

(Carroll, 1972).

Après le développement suffisant du thalle, des petits carrés sont découpés dans les parties

jeunes ou âgées, selon le stade conidien désiré, décollés du substrat nutritif et transférés dans le fixa¬

teur.

Fixation : les échantillons sont fixés au mélange paraformaldéhyde -f- glutaraldéhyde (Karnovsky,

1971) à 6 %, dans un tampon caccodylate à pH 7,4. Ils sont ensuite maintenus sous un vide partiel

pendant une quinzaine de minutes et laissés durant 2 à 3 heures dans ce premier bain. Après rinçage

dans le tampon, nous avons post-fixé au tétroxyde d’osmium à 1 % pendant 12 heures environ. Après

lavage à l’eau distillée, les échantillons sont enfin plongés dans une solution d'acétate d’uranyle à 0,5 %

dans l’alcool éthylique.

Toutes les fixations ont été effectuées à la température du laboratoire.

A titre d’essai, lors des premières expériences, nous avons utilisé le permanganate de potas¬

sium (Luft, 1956). La concentration n’a jamais dépassé 2 % et ce fixateur a été employé, tamponné

ou non, pendant 60 minutes. La qualité médiocre des résultats nous a fait préférer, par la suite, la fixa¬

tion à l’aldéhyde formique.

Après déshydratation dans des bains d'alcool de concentrations croissantes, nous avons pro¬

cédé à l’imprégnation dans l’épon.

Inclusion : si la taille relativement importante des fragments de matériel a permis un trans¬

fert aisé dans les bains successifs, l’inclusion définitive nécessite parfois une dissection de ces fragments

qui permette de sélectionner tel ou tel stade intéressant, en bon état de conservation. La faible dimen¬

sion des structures conidifères nécessite une observation au microscope photonique. Afin d’éviter

l’utilisation, parfois délicate et toujours très longue du micromanipulateur, nous avons choisi la tech¬

nique suivante : des gouttes de résine fraîche sont disposées en ligne à la surface d’une lame propre.

Les éléments sporogènes sont prélevés sous la loupe à l’aide d’une aiguille de verre et transférés sur

la lame, dans la résine. Puis l’observation au microscope optique permet de juger, avec plus de sûreté,

de l’état d’évolution et de conservation des structures et de repérer les gouttes contenant le matériel

convenable. Celles-ci sont alors déposées au sommet d’un bloc préalablement surfacé, et recouvertes

d’une petite quantité de résine.

Le matériel ainsi inclus est mis à polymériser 1 heure à 37°C., 12 heures à 48°C., puis 48 heures

à 70°C.

Les conidiophores de Cladosporium ont été inclus directement en prenant bien soin d’orienter

convenablement le matériel en prévision du plan de coupe.

Coupes : les coupes ont été réalisées au microtome Porter-Blum M.T.2 (Sorvall) et recueil¬

lies sur des grilles de cuivre collodionnées et carbonnées.

Contrastants : avant l’observation nous avons régulièrement effectué une double coloration

acétate d’uranyle-citrate de plomb.

L’acétate d’uranyle a été utilisé à une concentration de 2 % en solution à 50 % dans l’alcool

éthylique. Le temps de coloration est de 5 à 10 minutes. Le citrate de plomb, obtenu selon la méthode

de Reynolds (1963), agit rapidement, en 5 minutes maximum.

Mise en évidence des polysaccharides : pour révéler les polysaccharides nous avons utilisé le

test P.A.T.Ag. (acide périodique, thiocarbohydrazide, protéinate d’argent) selon la technique de

Thiery (1967).

Les coupes fines ont été examinées dans un appareil hitachi h.u. ii a.

Source : MNHN, Paris

MARIE-FRANCE ROQUEBERT

B. — Microscopie électronique à balayage

Le matériel a été prélevé et fixé comme pour la microscopie à transmission. La déshydratation

a été suivie d’un bain dans l’acétone pure destiné à faciliter la substitution par le C0 2 liquide. En effet,

afin de limiter les artefacts dus à la déshydratation, nous avons, pour tous les examens en balayage,

utilisé la technique du point critique (Cole, 1975b). Le matériel ainsi traité est ensuite métallisé par

vaporisation d’or (sur une épaisseur d’environ 100 Â) et observé dans un microscope Cambridge

600.

C. — Cultures en chambre gélosée

L’observation séquentielle de la conidiogenèse en microscopie optique a été réalisée selon la

technique proposée par Cole et Kendrick (1968). Nous en rappellerons ici brièvement le principe.

Dans une boîte de Pétri contenant du milieu gélosé sur une faible épaisseur, on découpe puis

on prélève un carré de 1 cm de côté prolongé latéralement par 2 petits couloirs opposés. La face infé¬

rieure de la boîte est ainsi mise à nu, l’évidement effectué permettant le passage direct de la lumière.

Le champignon est ensemencé sur les bords de l’ouverture, immédiatement recouverte d’une lamelle sté¬

rile. L’ensemble est ensuite déposé sur la platine du microscope et l’on peut ainsi suivre le développe¬

ment du champignon, vers l’intérieur de la chambre. Des photographies sont alors prises à intervalles

de temps réguliers.

L’aération indispensable à un développement normal est assurée par les canaux latéraux qui

s’étendent au-delà de la lamelle. Pour remédier à la déshydratation consécutive au léger échauffement

dû à la lumière, on peut, par ces même canaux, déposer régulièrement quelques gouttes d’eau stérile.

III. - EXPLICATION DES PLANCHES

Dans les légendes des planches, les observations réalisées au microscope électronique à trans¬

mission seront indiquées par la mention M.E.T., M.E.B. pour le microscope électronique à balayage

et M.P. pour le microscope photonique.

Les contrastants généralement utilisés sont l’acétate d’uranyle suivi de citrate de plomb. Nous

ne le rappellerons donc pas pour chaque document. Les techniques spéciales seront, par contre, pré¬

cisées au fur et à mesure de leur emploi.

Source : MNHN, Paris

PHÉNOMÈNES PARIÉTAUX AU COURS DE LA CONIDIOGENÈSE

PREMIÈRE PARTIE

LA PAROI DU MYCÉLIUM VÉGÉTATIF

La paroi des.Eumycètes est une structure rigide qui sépare la cellule fongique du milieu exté¬

rieur et aide au maintien de la morphologie en équilibrant la pression à l’intérieur de la cellule. Sa

destruction expérimentalement provoquée entraîne la libération d’un protoplaste qui a toujours une

forme sphérique très différente de l’élément dont il est issu (Villanueva, 1966).

Les Hyphomycètes, champignons réduits à leur phase végétative, ont une organisation rudi¬

mentaire essentiellement composée de filaments en contact avec le substrat nutritif.

Les échanges avec le milieu extérieur ne peuvent se faire qu’à travers les parois, ce qui implique

une certaine perméabilité de ces dernières.

Une hyphe mycélienne est une sorte de tube creux contenant du cytoplasme et ses organites.

Chez les Phycomycètes, dépourvus de cloisons, on ne distingue pas de cellules ; chez les Septomycètes,

le cytoplasme est fragmenté mais la présence de perforations au niveau des cloisons autorise la conti¬

nuité cytoplasmique d’une cellule à l’autre.

Au cours de la croissance du champignon, le cytoplasme des parties âgées se lyse, les hyphes

se vident de leur contenu mais les parois demeurent. Ces dernières représentent l’élément persistant

continu, au niveau duquel se traduisent toutes les modifications morphologiques du champignon.

Depuis longtemps, d’ailleurs, l’étude systématique des Hyphomycètes en microscopie optique

repose sur l’observation des parois dont l’évolution exprime les étapes de la morphogenèse : formation

des cellules conidiogènes et des conidies, ornementation et forme des spores, etc. Chez les Levures,

un protoplaste ne récupère sa faculté de bourgeonnement que lorsque la paroi est reconstituée. Celle-ci

semble donc, outre sa fonction protectrice, être indispensable à l’accomplissement des mécanismes

de propagation.

Ainsi, sur le plan morphogénétique, la paroi fongique ne représente pas seulement la traduction

visible des phénomènes cytoplasmiques intracellulaires mais elle participe à leur déroulement.

I. - NOTIONS FONDAMENTALES

1) Composition de la paroi.

L’intérêt de la connaissance approfondie de cette enveloppe externe de la cellule fongique n a

pas échappé aux chercheurs.

Les techniques nouvelles d’isolement des parois (Ahonson et Machlis, 1959, Novaes-Ledieu

et al., 1967, Mahadevan et Tatum, 1967) de diffraction des rayons X, de spectroscopie en infra-rouge

et de fluorescence ouvrirent la voie à l’analyse précise des constituants chimiques pariétaux.

Source : MNHN, Paris

MARIE-FRANCE ROQUEBERT

Aronson (1965) puis Rosenberger (1976) ont établi un bilan des différents polymères et de

leur constituants les plus fréquemment rencontrés dans la paroi des champignons (Tableau 1).

Tableau 1. — Principaux polymères constituant les parois fongiques.

D’après R. F. Rosenberger (1976).

R-glucanes : à chaînes ramifiées (rough) ; S-glucanes : à chaînes linéaires (smooth).

Polymères

Monomères constituants

Type de liaison

Distribution

R-glucanes

Glucose

P (1-3) + P (1-6)

La plupart des groupes sauf

les Mucorales.

S-glucanes

Glucose

« (1-3)

Asco- et Basidiomycètes.

Cellulose

Glucose

P (1-4)

Phycomycètes

Chitine

N-acétyl-glucosamine

P (1-4)

La plupart des groupes sauf

les Phycomycètes et les

Mucorales.

Chitosanes

Glucosamine

P (1-4)

Mucorales

Aminopolysaccha-

rides

Galactosamine

inconnu

Ascomycètes, Hyphomy-

Polyuronides

Acide glucuronique

inconnu

Mucorales.

Hétéropolymères

Mannose, galactose fucose, xy-

lose, glucose, acide glucuro-

inconnu

Zygomycètes, Ascomycètes,

Basidiomycètes.

Protéines

Acides aminés communs (par¬

fois hydroxyproline)

Tous les groupes. Hydroxy¬

proline chez les Phyco¬

mycètes.

La spécificité de certains composants, chitine et cellulose en particulier, a incité quelques auteurs

(Bartnicki-Garcia, 1968 (b), Jones et al., 1972) à utiliser ce caractère à des fins systématiques.

Cependant, la composition de la paroi, capable de se modifier en réponse à des changements de

milieu, n’est pas une constante absolue ; dans une certaine mesure, elle dépend de l’état physiologique

du champignon (Bartnicki-Garcia, 1968a).

2) Édification de la paroi.

L’hyphe mycélienne s’accroît par l’apex. A ce niveau, se situe un lieu actif de synthèses parié¬

tales (Bartnicki-Garcia et Lipman, 1969, Katz et Rosenberger, (b) 1971).

Dans le cytoplasme apical, en effet, Grove et Bracker en 1970 ont rapporté la présence de

« microvésicules » groupées en grand nombre à l’apex et pouvant jouer un rôle prépondérant dans le

transport de matériaux et enzymes nécessaires à l’édification de la paroi.

Ainsi, l’organisation cytoplasmique typique d’un apex de filament en croissance se définit de

la façon suivante :

— une zone apicale caractérisée par la présence de microvésicules nombreuses ;

— une zone sub-apicale, riche en mitochondries, réticulum endoplasmique et noyaux en état

de division ;

— une zone distale vacuolisée et contenant des noyaux au repos.

Source : MNHN, Paris

PHÉNOMÈNES PARIÉTAUX AU COURS DE LA CONIDIOGENÈSE 17

La paroi de l’apex reste plastique, recouvrant un sommet hyphal en forme de dôme et devient

rigide, latéralement, lorsque le filament acquiert sa forme caractéristique en cylindre.

Le passage de l’état souple à l’état rigide peut se faire par addition de nouveau matériel inexten¬

sible ou par établissement de liaisons nouvelles entre polymères (Robertson, 1959 et Trinci et Col-

linge, 1975).

3) Structure de la paroi.

— Données d'ordre chimique : Les techniques de microdissection enzymatique ont permis

d’analyser la structure des parois du point de vue chimique. Hunsley et Burnett, en 1970, ont pro¬

posé un schéma de l’organisation pariétale d’une hyphe d’Ascomycète : Neurospora crassa (figure 5)

que les données nouvelles (Burnett et Trinci, 1979) ne modifient pas sensiblement. Elle est essen¬

tiellement composée de glucanes externes ((3 1-3 et |3 1-6) superposés à un réseau de fibrilles formées

de glycoprotéines complexes dont les interstices sont remplis d’une substance protéique de densité

croissante vers la strate la plus interne, elle-même constituée d’un réseau chitineux au contact du

plasmalemme. Cette structure est acquise peu à peu au fur et à mesure que l’on s’éloigne de l’apex

(figure 6).

Fig. 5. — Schéma de l’organisation pariétale d'une hyphe de Neurospora crassa

d’après D. Hunsley et J. H. Burnett (1970).

a : glucanes amorphes à liaison (3 1-3 et (3 1-6 ; b : coupes transversales dans les fibres du réseau glycoprotéique ;

C : protéines ; d : couche particulièrement riche en protéines,

e : couche chitineuse (peut-être mêlée de protéines).

Source : MNHN, Paris

MARIE-FRANCE ROQUEBERT

— Données d'ordre microscopique : Il revient à Chadefbaud (1962) d’avoir donné, à la suite

d’observations minutieuses, un schéma général de l’organisation des parois des filaments d’Ascomy¬

cètes. Selon l’auteur, elle est constituée d’une mince tunique externe, la pagina (de nature pectique)

doublée d’une couche interne plus épaisse, la locula (calloso-chitineuse). En microscopie électronique,

les techniques classiques révèlent la superposition de couches concentriques différant entre elles par

leur opacité aux électrons. La difficulté de caractériser avec précision la nature des couches observées

conduit Reisinger (1972), puis Mangenot et Reisinger (1976) à désigner chaque strate par une

lettre, sans implication de constitution chimique. Nous opterons également pour cette dernière méthode.

Le tableau 2 montre la correspondance entre les diverses interprétations structurales.

— Mélanisation : Un constituant particulier, de nature mélanique (indole-mélanine), se super¬

pose, chez les champignons de couleur sombre, aux constituants fondamentaux de la paroi. Il peut

se localiser à la surface sous forme de granulations externes, ou s’avancer profondément dans la paroi

en nappes régulières (Reisinger, 1972, Ellis et Griffiths, 1974 et 1975c).

Source : MNHN, Paris

PHÉNOMÈNES PARIÉTAUX AU COURS DE LA CONIDIOGENÈSE

II. - OBSERVATION DE LA STRUCTURE PARIÉTALE

A la suite des auteurs cités dans le précédent chapitre, nous nous sommes appliquée à préciser

la disposition fondamentale et la dynamique des constituants pariétaux du thalle végétatif, aux stades

successifs de sa différenciation.

A. — Mycélium hyalin

Chez Stilbothamnium nudipes et Aspergillus tamarii où nous l’avons observée, la paroi de l’hyphe

à l’état jeune est peu épaisse et difficile à contraster par les colorants habituels, tant en microscopie

optique qu’électronique.

Elle présente une couche claire, de faible épaisseur, de texture d’abord homogène, limitée vers

l’extérieur par un liseré sombre dense, souvent granuleux, d’autant plus marqué que l’on s’éloigne de

l’apex. Elle s’épaissit alors sensiblement et acquiert une structure hétérogène dans le mycélium plus

âgé où elle peut atteindre 1,5 pm, (PI. 1, fig. 1 et 2).

A ce stade on y distingue, en microscopie électronique, une structure hétérogène composée

d’une couche interne, de texture fibrillaire à disposition longitudinale, dont chaque fibrille est cons¬

tituée de microgranules juxtaposés, la couche C (PI. 1, fig. 3). Parfois, l’orientation de ces fibrilles

denses aux électrons peut changer, les plus externes restant rectilignes tandis que les plus internes

montrent des ondulations qui suivent d’assez près le plasmalemme. Ainsi peuvent se définir deux sous-

unités au sein de la couche C (PI. 1). Les coupes transversales et longitudinales des hyphes montrent

la même structure.

Vers l’extérieur, la couche lamellaire est limitée par une mince couche sombre (B) homogène,

puis par une couche externe A.

Dans une paroi de mycélium aérien à'Aspergillus tamarii, nous avons pu mettre les polysac¬

charides en évidence, en les colorant sélectivement par la méthode de Thiéry.

D’une façon générale, les couches externes A et B réagissent positivement au test.

Par contre, à l’intérieur de la couche lamellaire C, la répartition des polysaccharides est hété¬

rogène. (PI 2, fig. 1, 2, 3, 4). On relève ainsi cinq strates bien différenciées superposées les unes aux

autres. La première, immédiatement située sous les fines enveloppes externes, s’étend sur environ

la moitié de l’épaisseur totale. Elle reste transparente aux électrons, ne réagissant pas au protéinate

d’Argent. Elle est parfois traversée par un fin liseré opaque qui la subdivise en deux. Cette réaction

négative peut traduire l’absence de polyosides réactifs ne contenant pas dans leur molécule de grou¬

pements glycol libres : a 1-2 mananes, a 1-6 mananes, (3 1-6 glucanes, ou leur masquage par d’autres

composés. Par contre, le protéinate d’Argent révèle une très nette réaction dans la strate suivante (2)

qui a un aspect homogène, parfois lamellaire sur les coupes transversales, traduisant la richesse de

cette zone en polysaccharides à liaison a 1-3, a 1-6 et (î 1-3. Elle est bordée, vers l’intérieur par une

strate très fine (3), très fortement réagissante au test. A cette dernière succède une couche claire (4)

d’épaisseur régulière puis, à nouveau une ultime strate polysaccharidique, plus diffuse au contact

du plasmalemme. Cette zone hétérogène, parfois absente, n’a peut-être pas d’individualité propre et

pourrait fournir le matériel intégré ensuite dans les couches voisines.

La même alternance se retrouve sur les coupes longitudinales et transversales, montrant ainsi

la régularité de la répartition de ces composants, en strates concentriques. (PI. 2, fig. 1 et 4). Ces strates

Thiéry positives n’ont pu être clairement mises en évidence dans les parois du mycélium jeune. Nous

interprétons cette réaction négative comme le reflet d’une différenciation à peine ébauchée, où les

constituants fondamentaux de la paroi n’ont pas acquis leur position définitive.

En résumé, la paroi fondamentale des hyphes adultes aériennes d’Aspergillus tamarii semble

composée d’un réseau de fibrilles essentiellement protéiques dans les mailles duquel se logent des

Source : MNHN, Paris

MARIE-FRANCE ROQUEBERT

couches de nature chimique différentes avec localisation globale préférentielle de composants polysac¬

charidiques (à groupements a-glycol libres) vers l’intérieur. La chitine, non réactive, pourrait être

localisée dans la zone transparente aux électrons (4) que nous avons décrite.

Cependant, les observations que nous avons réalisées et les techniques utilisées ne nous per¬

mettent pas, pour l’instant, de préciser la nature biochimique exacte des diverses couches. Dans l’optique

de nos recherches, nous retiendrons seulement l’hétérogénéité dans la superposition des composants,

hétérogénéité à laquelle peut correspondre, comme nous le verrons plus loin, une certaine indépen¬

dance des strates les unes par rapport aux autres.

B. — Mycélium dématié

Chez les champignons dématiés, la parois hyphale est colorée par des pigments brun sombre,

vraisemblablement de nature mélanique.

Nous avons étudié la structure de ce type de paroi chez Cladosporium herbarum.

Comme chez les hyphes hyalines, elle apparait constituée d’une pellicule externe irrégulière A,

plus ou moins décollée de la couche sous-jacente homogène B, toutes deux appliquées à une épaisse

couche profonde lamellaire C. (PI. 3, fig. 1, 2). A et B sont incontestablement dématiées. La colora¬

tion acétate d’uranyle — citrate de plomb souligne la texture fîbrillaire de la couche C, analogue à

celle que nous avons rencontrée dans les hyphes hyalines.

On observe parfois de gros amas épars qui s’enfoncent dans l’épaisseur de la paroi jusqu’au

voisinage du plasmalemme. (PI 2, fig. 5). Dans le mycélium âgé, la mélanisation peut progresser très

profondément et uniformément, jusqu’à n’être plus séparée du cytoplasme que par une mince couche

pariétale claire, contiguë au plasmalemme. Malgré cet obscurcissement, la structure fibrillaire de cette

couche pariétale reste visible, surtout dans la partie inférieure. Le dépôt de granules mélaniques qui

paraît s’effectuer sur les fibrilles constitutives, en souligne la disposition fondamentale (PI. 22).

La paroi des hyphes de Cladosporium herbarum ne réagit pas sensiblement au test des polysac¬

charides ; seules les fibrilles sont plus nettement contrastées. On peut considérer que la présence de

grains de mélanine ou de ses précurseurs modifie quelque peu la réaction au protéinate d’Argent des

composés glucidiques, si bien que les résultats ne peuvent être interprétés en termes strictement bio¬

chimiques.

Les composants structuraux des parois hyphales de Cladosporium herbarum correspondent,

globalement, au schéma donné par Ellis et Griffiths (1974) pour Amorphotheca resinae et Hurnicola

grisea. On observe la même mélanisation externe très dense, superposée à une couche interne hyaline

plus ou moins épaisse.

Cependant, nous avons pu ici mettre en évidence la constitution fibrillaire de la couche profonde

et, dans certains cas, la répartition des grains de mélanine le long de ces fibrilles.

Nous verrons plus loin l’intérêt de l’observation de cette structure dans les mécanismes d’accrois¬

sement sympodial du conidiophore de Cladosporium.

Discussion

L’examen de l’ensemble des documents nous permet de proposer un schéma général de struc¬

ture de la paroi hyphale, autour duquel peuvent s’intégrer les modifications secondaires dues au carac¬

tère pigmenté ou non des parois, ou à leurs conditions de développement.

Sur ce dernier point, en effet, nous avons pu mettre en évidence la faculté que possède la couche

la plus externe de la paroi de se dissocier, voire même de disparaître en milieu liquide (Roquebert,

1981). La labilité de cette couche et sa sensibilité au milieu externe peut, dans certains cas, faire

douter de son identité. Nous la considérons plutôt comme une zone de contact entre l’hyphe et l’exté¬

rieur. Cependant, parce qu’elle participe à la dynamique des mouvements pariétaux et reste, dans la

plupart des cas, observable au microscope, nous la considérons comme partie intégrante des strates

pariétales de l’hyphe et, pour plus de commodité dans la description, nous lui affecterons la lettre A.

Source : MNHN, Paris

PHÉNOMÈNES PARIÉTAUX AU COURS DE LA CONIDIOGENÈSE

Par son aspect comme par sa réaction en milieu aqueux, cette couche correspond à celle que rapporte

sous la même appellation, Reisinger, dans son schéma fondamental (1972) (cf. tableau 2).

Immédiatement au contact de la couche A, nous rencontrons une couche B parfois difficile à

déceler, qui constitue vraisemblablement un stade avancé de différenciation de la couche sous-jacente C.

Sans doute pour cette raison, elle ne figure pas dans l’énumération des strates pariétales proposée

par les autres chercheurs. Sa stabilité en milieu liquide et sa dynamique différente de la strate interne

contiguë (cf. chapitre suivant) nous portent, cependant, à lui reconnaître une existence propre.

Tableau II. — Comparaison des interprétations

et des données concernant la structure des parois hyphales de champignons.

Chafedaud

1962

Reisinger

1972

Roquebert

1980

Hunsley & Burnett

1970

A + B

glucanes

Vagina

B —*■ B2 mélanisée

C-»- Cl

gulcanes + protéines

Locula

\ B1 non mélanisée

\ C2

chitine + protéines

La couche profonde C s’étend sur environ les trois quarts de l’épaisseur totale. Nous avons mis

en évidence l’existence de composants fibrillaires auxquels se combinent des couches concentriques

amorphes, environ au nombre de 5, de natures chimiques diverses, dont 3 sont riches en polysaccha¬

rides. Souvent, cette couche profonde C est divisée en deux sous-couches qui diffèrent, en particulier,

par l’alignement des fibrilles constitutives. A la face interne, en effet, elles sont plus lâches et ondulées

suivant, de loin, les indentations du plasmalemme, tandis que vers B, elles forment une texture plus

serrée, régulière, donnant une apparence de plus grande rigidité. L’ensemble correspond à la couche B

de Reisinger qui, chez les champignons mélanisés, y reconnaît deux sous-unités : B2 pigmentée,

externe, et B1 apigmentée.

Par ailleurs, la strate (4) interne de notre couche C, non réactive au test de Thiéry (chitineuse)

pourrait être l’équivalent de la locula de Chadefaud (1962) et Schrantz (1970), le reste des compo¬

sants externes constituant la vagina (tableau 2).

Nous avons, d’autre part, constaté l’aptitude de cette structure fondamentale à subir des modi¬

fications selon l’âge, les conditions de culture et la nature dématiée ou non du mycélium. Nous sommes

ainsi amenée à considérer la paroi hyphale comme susceptible d’évoluer dans la structure de ses com¬

posants. Il devient alors nécessaire d’en étudier les formes successives, de l’état jeune à l’état adulte

et sous des conditions de culture variées. La description ponctuelle d’un stade précis ne peut donner

qu’une vision partielle, donc erronée, de structures qui doivent être considérées comme faisant partie

d’un ensemble dynamique. La corrélation des résultats de nature biochimique et structurale reste, pour

cette raison, encore hasardeuse et devra être étayée par des études synchronisées dans les deux domaines.

III. - MODIFICATIONS MORPHOGÈNES DE LA PAROI DES HYPHES

A. — Ramifications

1) Données bibliographiques.

Si l’accroissement en longueur d’une hyphe se fait de façon uniquement apicale, l’extension d’un

thalle fongique, c’est-à-dire l’envahissement du substrat par le mycélium, résulte aussi d’un dévelop-

Source : MNHN, Paris

MARIE-FRANCE ROQUEBERT

pement « latéral » par formation de multiples ramifications colonisatrices. A des distances variables de

l’apex principal prennent naissance des expansions latérales, origine des filaments d’un complexe

hyphal plus ou moins organisé. On peut distinguer deux types principaux de ramifications selon leur

lieu d’initiation, soit au voisinage immédiat d’une cloison, soit en un point apparemment quelconque

de la zone sub-apicale de l’hyphe.

Le premier type a été étudié chez divers Septomycètes (Aspergillus nidulans, Geotrichum can-

didum, Neurospora crassa) par Trinci (1970 et 1974), puis Fiddy et Trinci (1976). Comme dans le

processus d’accroissement apical, l’afflux des vésicules cytoplasmiques serait initiateur de nouvelles

synthèses latérales. Ces organites, répartis tout au long de la zone de croissance de l’hyphe, suivraient

le courant cytoplasmique acropète. La formation des cloisons, en arrêtant le flux du cytoplasme,

bloquerait leur déplacement. Elles se trouveraient alors retenues, groupées en arrière du septum et

leur migration latérale vers la paroi constituerait la première étape de l’initiation raméale. Ce type

de ramification apparaît donc dépendant du caractère septé du mycélium.

Chez les Siphomycètes, à mycélium non cloisonné, on observe un deuxième type où les rameaux

prennent naissance de façon indépendante dans la zone subapicale de l’hyphe. Les observations de

Dargent (1972) puis Fèvre (1976) sur Achlija bisexualis et Saprolegnia monoica, confirment le grou¬

pement de microvésicules aux points d’émergence des rameaux. Le même phénomène de migration

cytoplasmique acropète est impliqué par Trinci (1974), puis Fèvre ( loc. cit.) dans l’initiation raméale.

Pour ces auteurs, l’excédent de vésicules non absorbées par l’apex en croissance se trouverait, sous

l’effet de la pression de turgescence et du courant ctyoplasmique, plaqué contre la paroi latérale.

Bien que ces données restent encore relativement théoriques, l’état actuel des connaissances

permet de concevoir une double dépendance : croissance apicale-septation et septation -ramification.

Nous verrons par la suite l’importance de ces trois mécanismes dans la conidiogenèse et reviendrons

sur l’intérêt de leur corrélation, soulignée par Collinge et al., en 1978a.

Un grand nombre de travaux ont porté sur le déterminisme de la ramification, mais peu de

chercheurs ont observé les phénomènes pariétaux conduisant à sa formation.

Les rameaux prennent naissance en arrière de l’apex où la paroi hyphale a acquis une certaine

rigidité ; l’initiation des branches latérales implique une rupture ou, tout au moins l’acquisition, par

la paroi, d’une certaine plasticité aux points d’émergence. Dargent (1972) puis Collinge étal. (1978, a)

ont décrit le même mécanisme chez les Sipho- et les Septomycètes. Ils observent la poussée d’une

proéminence cytoplasmique perpendiculaire à l’axe principal et, à ce niveau, l’afflux de vésicules pré¬

cédant une dissolution enzymatique ponctuelle de la paroi. L’ébauche latérale est enveloppée d’une

paroi en continuité avec celle de l’hyphe principale. La ramification du tube germinatif de Candida

albicans rapportée par Scherwitz et al. (1978) s’effectue selon le même processus.

2) Observation de la genèse des rameaux latéraux.

Nous avons étudié successivement deux organismes : un Hyphomycète non pigmenté : Asper¬

gillus tamarii et une espèce dématiée : Cladosporium herbarum.

Les ramifications des hyphes A'Aspergillus tamarii se forment soit immédiatement en-dessous

d’un septum soit, plus fréquemment, en un point apparemment quelconque du trajet de l’hyphe.

Elles prennent naissance bien en arrière des régions apiéales ou sous-apicales, donc dans une région

où la paroi a acquis un degré de différenciation relativement avancé.

Le point d’initiation du filament latéral se distingue par la formation d’une légère protubé¬

rance à la surface de l’hyphe principale (PI. 3, fig. 3). Les coupes à ce niveau montrent un étirement

de la pellicule externe qui, dans certains cas, commence à se désagréger (PI. 3, fig. 3). Dans l’épaisseur

de la paroi, au contact du plasmalemme, s’individualise alors une strate interne, transparente aux

électrons, coiffant l’ébauche du rameau (PI. 3, fig. 1 et 2). Elle est en continuité avec la strate la plus

interne de la couche profonde de l’hyphe principale. Difficilement observable aux premiers stades

de sa formation, cette paroi endogène est beaucoup plus nette aux stade ultérieurs. Sous l’effet de la

croissance accélérée du bourgeon latéral et de la poussée cytoplasmique, les couches externes (pelli¬

cule, couche B et partie externe de C) sont étirées puis rompues (PI. 3, fig. 3), laissant le passage au

Source : MNHN, Paris

PHÉNOMÈNES PARIÉTAUX AU COURS DE LA CONIDIOGENÈSE

rameau qui continue de s’accroître. Celui-ci est alors coiffé de sa propre paroi, issue de la paroi de l’hyphe

principale, dont les composants externes sont rapidement reconstitués (PI. 3, fig. 4). Ce dernier phé¬

nomène masque donc très vite la nature endogène de la paroi du rameau nouvellement formé. On

observe fréquemment une cloison à la base de la branche latérale ainsi individualisée (PI. 3, fig. 4).

La pigmentation des parois de Cladosporium herbarum, en soulignant certaines strates parié¬

tales, permet d’en suivre mieux le devenir. Les photos 1 et 2 (PI. 3) montrent clairement que seule

la couche fibrillaire profonde participe à la formation des ramifications de l’hyphe. La pellicule externe,

plus ou moins désagrégée par sa situation au contact du milieu humide, disparaît complètement. La

couche B est, soit complètement rompue, formant alors une sorte de bourrelet à la base du rameau,

soit étirée au point de ne plus pouvoir être identifiable.

Dans le cas d 'Aspergillus tamarii comme de Cladosporium herbarum, l’enveloppe pariétale pri¬

maire du bourgeon latéral tire son origine de la couche interne de la paroi profonde de l’hyphe géné¬

ratrice. Son extrusion implique une plasticité ponctuelle des couches internes, acquise par l’action

d’enzymes vraisemblablement contenues dans les vésicules cytoplasmiques. L’étirement de ces couches

entraîne la rupture des strates pariétales externes rigides.

Les constituants externes (pellicule A et couche B) de l’enveloppe primaire du bourgeon latéral

se reconstituent très rapidement.

La protection du cytoplasme du rameau secondaire est ainsi immédiatement assurée.

Cette extrême rapidité dans la différenciation secondaire peut prêter à confusion en suggérant

une continuité absolue entre la paroi raméale et celle de l’hyphe principale. Seule l’observation des

premiers stades de la différenciation du rameau permet d’en affirmer la nature et met en évidence

la plasticité des strates internes de la paroi hyphale.

B. — Cloisonnement

1) Données bibliographiques.

Nous ne traiterons ici que des cloisons des champignons supérieurs, en excluant les « cloisons

de retrait » qui ont une signification différente.

Le septum typique des Ascomycètes est une sorte de diaphragme percé d’un pore. Au voisi¬

nage de celui-ci se tiennent les corps de Woronine, organites sphériques, denses aux électrons, de

nature protéique (Hoch et Maxwell, 1974), dont le rôle est d’obturer, le moment venu, l’orifice

septal, séparant par là une cellule en voie de dégénérescence du reste de l’hyphe (Reichle et Alexan-

deh, 1965, Calonge, 1968). En leur absence, la fonction occlusive peut être assurée par d’autres types

de dispositifs : cristaux hexagonaux (Trinci et Collinge, 1974) ou formations annulaires à l’intérieur

ou au voisinage du pore (Hunsley et Gooday, 1974, Hammill, 1974, Terracina, 1974).

Les Basidiomycètes présentent des pores septaux ou dolipores dont la structure, différente de

celles des Ascomycètes, a été étudiée par Moore et Mc Alear (1962). L’ensemble de cette formation

est constitué par le renflement des lèvres de la plaque septale en une sorte de tonneau creux coiffé

de deux calottes membranaires : les parenthésomes. Certaines modifications anatomiques du doli-

pore ont été décrites selon que les observations portaient sur du mycélium primaire ou secondaire ;

Moore (1965) y voit une relation entre la structure plus ou moins hermétique du dolipore et la néces¬

sité de maintenir un nombre fixe de noyaux (dicaryons) dans chaque élément de l’hyphe mycélienne.

Il apparaît ainsi que l’anatomie et la morphologie d’une cloison hyphale varient d’un groupe

de champignons à l’autre. A l’intérieur même du groupe des Ascomycètes, on peut observer plusieurs

types de perforations septales et de dispositifs d'occlusion. Quelle que soit la structure des septa per¬

forés, le caractère coenocytique des hyphes mycéliennes est généralement préservé sur tout l’étendue

du thalle vivant. La formation d’une cloison continue par la fermeture des orifices constitue un mode

de limitation à la dégénérescence cytoplasmique par isolement des parties actives.

Si d’assez nombreux travaux ont porté sur la structure du septum hyphal chez divers types

de champignons (Shatkin et Tatum, 1959, Schrantz, 1970, Pock-Steen et Kobayasi, 1970 et Lit-

Source : MNHN, Paris

MARIE-FRANCE ROQUEBERT

telfield et Bracker, 1971), les informations concernant la nature des composants chimiques restent

limitées. Sur ce point, nous retiendrons le schéma proposé par Hunsley et Gooday (1974) portant

sur Neurospora crassa (fig. 7). Des modifications secondaires peuvent être observées autour de ce

schéma. La mélanisation, en particulier, peut modifier, à des degrés divers la nature des composants

septaux (Reisinger, 1972).

Le matériel dont nous disposons nous a permis de préciser quelques aspects de la genèse et de

la différenciation septales.

Fio. 7. — Schéma du modèle de structure septale chez Neurospora crassa. (Hunsley et Gooday, 1974).

2) Observation de la genèse des cloisons.

— Cloisons hyalines :

Sur le trajet d’une hyphe végétative de Aspergillus tamarii, la formation d’une cloison débute

par une avancée annulaire du plasmalemine vers l’intérieur du cytoplasme. On distingue sur les coupes

deux protubérances internes opposées, remplies d’un matériel apparemment de même nature que la

strate pariétale sur laquelle elle s'appuie. Leur progression centripète conduit à la formation d’une

sorte de plaque transversale interrompue en son centre par un pore (PI. 4, fig. 1 et 2). La similitude

de nature entre le septum et la paroi interne persiste. Leur commune réaction négative au test des

Source : MMHN, Paris

PHÉNOMÈNES PARIÉTAUX AU COURS DE LA CONIDIOGENÈSE

polysaccharides confirme les résultats de Hunsley et Gooday (1974) qui suggèrent leur nature cliiti-

noïde.

Dans certains cas cependant, on peut observer une différenciation secondaire, plus ou moins

précoce. Elle se traduit par l’établissement d’un sillon médian limité par deux liserés symétriques

opaques aux électrons, s’écartant vers l’extérieur au contact de la paroi latérale (PI. 4, fig. 3). Les cou¬

ches externes de celle-ci, A, B et partie de C, restent continues et homogènes, n’étant nullement impli¬

quées dans le mécanisme de la septation (PI. 4, fig. 1, 2 et 3). Au voisinage immédiat, voire même

au contact du plasmalemme septal, on observe de nombreuses microvésicules. Solitaires ou groupées,

elles sont parfois contenues dans une fossette de la membrane plasmique (lomasome) (PI 4, fig. 2 et 3).

Leur présence témoigne d’un apport de matériel septal et d’enzymes en provenance du cytoplasme,

nécessaires à l’édification de la cloison.

Les septa hyphaux de Stilbothamnium nudipes sont, du point de vue ontogénique et structural,

du même type que ceux de Aspergillus tamarii. Ils ont même origine et même composition que la

couche interne de la paroi latérale sur laquelle ils s’appuient.

Nous avons schématisé les relations entre les parois latérales et septales sur la figure 8.

Fig. 8. — Structure d’une cloison dans le mycélium hyalin. Les couches externes A et B ne participent pas à cette

formation. Au niveau du septum la couche C est scindée en une strate externe Cl, continue et une strate interne C2

qui se prolonge dans le septum. Celui-ci est traversé par un liseré sombre (Zm). P : pore, W : corps de Woronine.

— Cloisons dématiées.

Dans le cas de Cladosporium herbarum, si l’ontogénie reste analogue, la mélanisation modifie

quelque peu l’aspect de la structure fondamentale (PL 4, fig. 6).

La nature fibrillaire de la couche interne de C, qui constitue le septum, est ici soulignée par les

granulations pigmentaires qu’elle supporte. La présence de cette pigmentation met ainsi en évidence

la position respective des divers composants septaux. Au contact du plasmalemme de chaque cellule

délimitée se trouve une strate légèrement fibrillaire hyaline à laquelle succède une couche centrale

Source : MNHN, Paris

MARIE-FRANCE ROQUEBERT

également fibrillaire, dématiée. Toute deux se poursuivent et remontent dans la paroi latérale avec

laquelle elles se confondent progressivement. Un sillon médian, hyalin et homogène, sépare ces cons¬

tituants de leurs symétriques qui composent la partie inférieure de la cloison (PL 4, fig. 6). Au niveau

du raccordement avec la paroi latérale continue, on observe nettement une zone triangulaire hyaline

qui se trouve réduite au fur et à mesure que progresse la mélanisation septale. En effet, comme nous

l’avons observé pour les parois latérales, la taille et le nombre des granulations dématiées augmentent

dans la couche médiane, respectant toutefois le sillon transversal d’une part et, d’autre part, une strate

hyaline appliquée au plasmalemme cellulaire. La pigmentation n’est donc pas limitée aux parois externes

latérales, mais elle se produit également à l’intérieur de l’hyphe.

Il apparaît ainsi que la couche interne de C, composant fondamental du septum, restant au contact

du plasmalemme cellulaire, possède les mêmes aptitudes pour la différenciation pigmentaire que la couche

latérale dont elle provient. Le sillon médian apparaît alors comme la zone d’affrontement, de disconti¬

nuité entre deux unités symétriques capables d’évoluer de manière propre.

Dans le mycélium hyalin ou dématié, tous les pores septaux que nous avons pu observer sont

uniques et médians. Les lèvres de la cloison s’amincissent à leur niveau et le plasmalemme qui les

entoure est continu d’une cellule à l’autre. Les échanges cytoplasmiques sont ainsi assurés de cellule

à cellule.

Au niveau du pore, nous avons rencontré deux types d’organites obturateurs.

Chez Aspergillus tamarii ce sont des corpuscules sphériques, légèrement plus larges que l’ori¬

fice septal, opaques aux électrons et entourés d’une membrane. Nous les identifions à des corps de

Woronine typiques (Bracker, 1967 et Hammill, 1974) et les avons observés soit à proximité du

pore, soit dans l’orifice même (PI. 4, fig. 2 et 3).

Un deuxième type de bouchon septal existe chez Slilbothamnium nudipes (PL 4, fig. 1 et 4). Il

s’agit de corps hexagonaux analogues à ceux que décrivent Trinci et Collinge (1974) dans le mycélium

végétatif de Neurospora crassa. Certaines figures suggèrent que l’ontogénie de ces corps hexagonaux

est comparable à celle que rapportent Cole et Samson (1979) pour les corps de Woronine de Drechslera

sorokiniana. Comme ceux-ci en effet, ils peuvent se présenter sous forme d’inclusions opaques aux

électrons, de forme irrégulière, contenues dans une enveloppe membranaire large emplie d’un maté¬

riel lâche. Ils se logent ensuite dans un diverticule latéral de cette enveloppe dont ils se détacheront

par pincement (Pl. 4, fig. 1 et 4). La similitude de genèse de ces deux types d’organites (corps de Woro¬

nine et corps hexagonaux) tend à confirmer l’hypothèse de Hoch et Maxwell (1974) concernant leur

identité de nature et de composition.

En résumé, l’observation suivie de l’ontogénie septale dans les hyphes mycéliennes de Asper¬

gillus tamarii, Slilbothamnium nudipes et Cladosporium herbarum nous a permis de préciser les rapports

entre les composants de la paroi latérale et ceux des cloisons.

Ces dernières, au début de leur développement, ne sont qu’une invagination de la couche C de

la paroi latérale sur laquelle elles s’appuient, seule la strate interne de cette couche étant impliquée

dans le septum. Ces résultats se retrouvent d’une façon générale dans les travaux des autres chercheurs

et correspondent globalement aux schémas qu’ils ont proposés.

Par la suite, le septum est le siège d’une différenciation plus ou moins marquée selon la nature

hyaline ou dématiée des parois. Elle se traduit par l’individualisation de deux strates symétriques

appliquées au plasmalemme et séparées par un sillon médian. Comme Schrantz et Reisinger ( loc. cit.),

nous avons parfois observé une différenciation plus poussée et plus précoce autour des triangles laté¬

raux de raccordement aux parois hyphales.

Dans le cas du mycélium dématié, la différenciation des deux lames septales peut s’accentuer

encore par la mise en place de granulations pigmentaires. Celle-ci s’effectue selon un processus ana¬

logue à celui des parois latérales, respectant toujours une couche interne hyaline au contact du plas¬

malemme.

Le sillon médian et ses prolongements latéraux constitueraient ainsi une sorte de zone non

activée, limite des aptitudes à la différenciation de chaque enveloppe cellulaire. Les nombreuses vési¬

cules et indentations de la membrane plasmique observées au niveau du septum traduisent une grande

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PHÉNOMÈNES PARIÉTAUX

COURS DE

CONID IOGENÈSE

activité de synthèse. L’apport de matériel et la migration des facteurs de différenciation peuvent

progresser selon deux plans parallèles jusqu’à s’affronter au niveau du sillon.

Les composants de la paroi latérale A, B et la partie externe de C ne participent pas à la forma¬

tion des cloisons et restent inchangés et continus lors du cloisonnement.

Conclusion

L’observation ultrastructurale d’hyphes végétatives de Aspergillus lamarii, Stilbothamniurn nudi-

pes et Cladosporium herbarum permet de proposer un schéma général de structure pariétale commun.

Il comporte, dans l’ordre, une pellicule externe A, zone de contact entre l’hyphe et le milieu

ambiant auquel elle est particulièrement sensible, une couche B, stable, de faible épaisseur, régulière

et une couche profonde C, de structure lamellaire, parfois composée de deux sous-unités.

Cette structure n’est pas acquise d’emblée dans son intégralité mais s’édifie peu à peu en arrière

de la zone apicale de l’hyphe.

Nous sommes ainsi amenée à considérer la paroi hyphale comme un élément dont la structure

est capable d’évoluer selon l’état physiologique du champignon. Les couches externes sont les moins

plastiques. Quant à la strate la plus interne de C, nous avons mis en évidence son aptitude à s’accroître

de façon autonome. Ceci est vérifié lors de l’initiation des rameaux latéraux ou des cloisons. Enfin,

cette strate endogène plastique possède la capacité de se différencier à son tour selon le même mode

que la paroi dont elle faisait originellement partie. On en trouve l’exemple dans la reconstitution des

couches externes B et A des rameaux latéraux et dans la pigmentation des cloisons des champignons

dématiés. Nous interprétons cette aptitude à la progression et à la structuration de la couche interne

de C, comme le maintien d’un état de différenciation faible et réversible à la face interne de la paroi.

La persistance de cet état est vraisemblablement liée à la proximité du plasmalemme et des enzymes,

et autres matériaux susceptibles d’y être véhiculés. La différenciation s’effectue alors selon un front

progressif à partir du cytoplasme. Les strates externes perdent leur plasticité et ne peuvent plus parti¬

ciper aux mouvements naturels de la paroi. Elles ne peuvent qu’être rompues sous l’effet de pressions

locales endogènes. Par contre, leur stabilité assure la continuité de l’hyphe malgré sa segmentation

par les cloisons cellulaires.

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PHÉNOMÈNES PARIÉTAUX AU COURS DE LA CONIDIOGENÈSE

DEUXIÈME PARTIE

GENÈSE ET FONCTIONNEMENT DES PHIALIDES

I. - HYPHE CONIDIOGÈNE

A. — Définition. Rappel bibliographique

Au cours du développement naturel d’un champignon, après une période de croissance végé¬

tative plus ou moins longue, s’installe une phase reproductive.

Le terme général de reproduction recouvre deux processus fondamentalement différents, par¬

fois successifs, bien que souvent observés simultanément en différents points du thalle : la reproduc¬

tion sexuée caractérisée par la caryogamie et la méiose et la multiplication végétative. La plupart des

champignons qui font l’objet de ce travail ne présentent pas de sexualité connue (Fungi Imperfecti ) ;

la multiplication végétative asexuée sera seule envisagée dans notre étude. Elle n’implique pas de

phénomène préalable de plasmogamie mais correspond à l’individualisation, à partir d’un réseau

mycélien plus ou moins étendu et ramifié, d’éléments de propagation facilement transportables par

divers agents vecteurs. Les conditions physiologiques requises par le passage de l’état végétatif à l’état

reproducteur ont été précisées dans de nombreux travaux (Hawker, 1957 et 1966 ; Burnett, 1968 ;

Turian, 1969 et 1974 et Smith, 1977). Il ressort que les exigences de la croissance végétative et celles

de la reproduction sont différentes. Une période minimum d’accroissement mycélien (végétatif) est indis¬

pensable à l’organisme pour acquérir la capacité de se reproduire. Durant cette période, il synthétise

et accumule les métabolites nécessaires à la phase reproductive. Celle-ci est généralement induite

quand un facteur externe ou interne devient limitant pour la croissance végétative. L’état sporulant

est le résultat de l’action conjuguée de facteurs génétiques, métaboliques et écologiques (lumière,

température, etc...) sur le mycélium.

Dans une structure reproductrice donnée, les états végétatif et sporogène sont souvent imbri¬

qués. Il n’est pas rare, sur un même élément, d’observer une phase conidiogène suivie d’une repousse

avant que ne reprenne la fonction conidiogène. Chez les Levures, même, les phases végétative et spo-

rulante sont naturellement confondues.

Si, avec certains auteurs (Cabib et al., 1974 ; Katz et Rosenberger, 1971a), nous considérons

la phase de multiplication comme le résultat de la rupture d’un équilibre enzymatique (dérépression

des enzymes de lyse pariétale), nous concevons fort bien que le rétablissement de cet équilibre, à la

suite d’une modification du métabolisme par exemple, ramène le champignon dans la phase végéta¬

tive.

La traduction morphologique de ce changement physiologique interne peut recouvrir des aspects

très différents.

A partir d’une hyphe, les conidies peuvent, en effet, se différencier selon plusieurs modes.

Les éléments sporogènes sont soit regroupés dans des organes de fructification spécialisés, pyc-

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MARIE-FRANCE ROQUEBERT

nides, sporodochies ou acervules (Coelomycètes), soit produits directement à la surface du thalle végétatif

(Hyphomycètes).

Chez les Mucédinées (de teinte claire ou vive) et les Dématiées (plus ou moins mélanisées), les

éléments conidiogènes sont dispersés à la surface du thalle. Ils sont, au contraire, agrégés en éléments

dressés ou corémies chez les Stilbacées et groupés sur des coussinets stromatiques chez les Tubercu-

lariacées. Pour les espèces à conidiophores épars, Saccardo (1886) propose une coupure basée sur le

degré de différenciation de l’hyphe supportant les spores ( micronemae et macronemae). A la même

époque, en France, Costantin (1888) élaborait un système de classification des Mucédinées où la

coupure fondamentale reposait sur la présence ou l’absence d’un « apparil spécial » sporogène, distinct

des éléments filamenteux.

Fondée sur des observations morphologiques relativement aisées (morphologie des spores), la

classification de Saccardo, la seule exhaustive, présente toutefois des difficultés d’application en raison

de l’extrême plasticité des organismes auxquels elle s’applique. La nécessité de prendre en considé¬

ration des caractères morphologiques plus stables en même temps que les progrès de la microscopie

ouvrirent la voie à un autre type de recherche systématique.

Vuillemin en 1910 et 1911 posa les bases d’une classification qui tenait compte à la fois de

la morphologie et des caractères morphogénétiques du champignon. Dans cette optique, et après une

démarche tout à fait originale, il cherche à définir la spore de propagation par son ontogénie. Pour lui,

le terme de conidie doit être réservé aux spores distinctes de l’appareil végétatif dès leur première

ébauche tandis que celui de lhallospore s’applique à celles qui, à l’origine, ne se distinguent pas de

l’appareil végétatif, telles les arthrospores.

La conidie vraie qui caractérise le groupe des conidiosporés est, pour Vuillemin, « un élément

de grande fixité ne le cédant en rien par la constance de ses caractères, aux spores des fructifications

liées à la sexualité ». Elle est tantôt isolée sur le thalle ( Sporotrichés ), tantôt portée sur un appareil

conidien plus ou moins différencié et préparant sa formation (Sporophorés).

Si l’existence et la complexité de cet « appareil intermédiaire » avaient déjà été constatées et prises

en cause dans les classifications de Saccardo et de Costantin, la contribution majeure de Vuille¬

min fut d’attirer l’attention sur la partie du sporophore en relation immédiate avec la conidie et lui

donnant naissance : la cellule conidiogène. Pour cet auteur, l’ultime partie du dispositif sporogène pré¬

sente « une structure particulière qui l’oppose aux filaments végétatifs et aux branches précédentes

du sporophore, plus complètement que celui-ci ne s’oppose au thalle ».

L’étape la plus avancée de cette différenciation est celle d’une cellule génératrice en forme de

bouteille, isolée à la base par une cloison : la phialide. Cette particularité du sporophore justifie pour

Vuillemin, la création d’un ordre « plus élevé », celui des Phialidés. Bien que méconnus en leur temps,

les travaux de Vuillemin ouvrirent la voie à une conception de la systématique où la différenciation

et le mode de fonctionnement de la cellule conidiogène allaient devenir prépondérants. Ces données

nouvelles furent en effet reprises et discutées par Mason (1933 et 1937) puis par Hughes (1953), auquel

on doit un système de classification où la forme des conidiophores, le mode de formation des spores

et leur structure sont les critères fondamentaux de détermination.

Nous reviendrons plus loin sur les opinions et les différentes théories actuelles concernant la

conidiogenèse et ses diverses modalités. Notre propos est, dans un premier temps, d’analyser la succes¬

sion des stades qui différencient l’hyphe végétative en hyphe fertile.

On qualifie habituellement de conidiophore l’ensemble des structures qui portent les conidies.

Un problème de terminologie a été cependant soulevé à ce propos, soit que l’on adopte cette définition

au sens large, soit que l’on réserve le terme de conidiophore au stipe plus ou moins différencié dont

on distingue la ou les cellules génératrices de spores. Cette discussion formelle reflète la diversité des

opinions concernant la localisation morphologiquement observable du passage entre l’état végétatif

et l’état reproducteur du champignon. Elle s’explique par la multiplicité des formes sous lesquelles ce

passage peut s’effectuer et la faible différence que présentent parfois ces deux états.

La phrase de Vuillemin (1910, b), alors même qu’il proposait un système de classification

fondé sur des observations morphogénétiques, lève cette équivoque : « Les organes de plus en plus

compliqués qui caractérisent les diverses catégories d’Hyphomycètes peuvent être envisagés comme

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PHÉNOMÈNES PARIÉTAUX AU COURS DE LA CONIDIOGENÊSE 31

les degrés successifs de la différenciation d’un mycélium primitivement homogène et instable, progres¬

sivement fixé dans des formes diverses ».

B. — Différenciation

Si un assez grand nombre de chercheurs se sont intéressés au déterminisme physiologique de

la multiplication, peu de travaux ont porté sur les modifications cytologiques qui accompagnent et

traduisent au niveau de l’hyphe, le passage de l’état végétatif à l’état reproducteur.

Turian (1974) observe que la différenciation apicale d’une hyphe végétative de Neurospora

crassa, lors de son passage à l’état sporogène, s’accompagne d’une uniformisation du contenu cyto¬

plasmique qui fait suite à l’organisation polarisée de l’apex végétatif. L’élongation apicale cesse, des

mitochondries migrent au sommet de l’hyphe en même temps que cette zone subit un gonflement

sans doute dû, selon l’auteur, à une augmentation de la plasticité accompagnée de néosynthèse parié¬

tale et cytoplasmique. Ainsi se formerait la première pro-conidie.

Dans le cas des thalloconidies où la forme conidienne se superpose à la forme végétative, Cole

(1975, a) observe une accumulation de noyaux en division dans la région sub-apicale, non cloisonnée,

de l’hyphe végétative. L’accroissement apical cesse alors et les cloisons qui individualisent les conidies

se forment de façon acropète, puis désordonnée. Dans ces deux cas, il n’y a pas d’élément morpholo¬

giquement différencié ou conidiophore entre l’hyphe végétative et la conidie.

Notre étude a porté sur des champignons à appareil conidien différencié : filament conidio¬

phore dressé et renflé en ampoule phialidifère pour Aspergillus tarnarii et Stilbothamnium nudipes,

ou dressé et ramifié en verticille de cellules sporogènes pour Penicilliopsis dichotomus.

1. — Chronologie de la différenciation.

Aspergillus tarnarii.

Nous avons étudié la chronologie du développement de l’appareil végétatif en appareil coni¬

dien sous deux aspects : aspect macroscopique de l’ensemble de la culture en boîte de Pétri et aspect

microscopique par l’observation directe au microscope photonique d’un élément en voie de différen¬

ciation.

Une culture de Aspergillus tarnarii effectuée à 22° en boîte de Pétri sur malt gélosé à 2 % montre,

après ensemencement, un développement purement mycélien pendant un temps minimum de 22 à

24 heures. Au terme de cette période, la culture s'étend sur un rayon d’environ 15 mm. Le thalle montre

une disposition rayonnante à partir de l’explantat ; il est appliqué à la surface du milieu de culture,

puis aérien et dressé vers le centre. L’ensemble de la colonie est blanc.

Au bout de 36 heures, les premiers stades de la phase reproductrice sont repérables à la loupe

sous forme de têtes globuleuses blanches, portées par un filament érigé de 1 à 2 mm de haut. Abon¬

dantes à la surface de l’explantat, ces ébauches de têtes conidiennes sont plus rares, puis absentes vers

la marge blanche de la culture qui consiste en une zone de croissance purement végétative (mycélienne).

Après quatre jours de culture, le mycélium continuant de progresser par la marge, le front

d’élaboration de nouvelles vésicules s’avance, tandis que la formation des conidies puis leur matura¬

tion, s'effectuent en arrière, correspondant à des zones concentriques de coloration d’abord vert-jaune,

tournant au brun vers le centre. Ainsi se différencient une zone « juvénile «hyaline (têtes blanches),

à 5 mm en arrière du front mycélien végétatif, une zone intercalaire de conidiogenèse active (jaune-

vert) et une zone centrale brune où a lieu la maturation des conidies. Dans la zone de formation coni¬

dienne et celle de maturation, on observe encore la formation tardive de nouveaux appareils conidiens

de telle sorte que tous les stades y sont présents et mélangés. Il est, dans ces conditions, difficile de

suivre avec précision suivant les zones, les stades successifs de la transformation conidiogène, si ce

n’est en se référant à la coloration de chaque tète en particulier.

Nous avons pu réaliser une observation suivie de cette transformation grâce à la technique de

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MARIE-FRANCE ROQUEBERT

la « chambre gélosée » préconisée par Cole et Kendrick (1968) et dont nous avons exposé le principe

dans le chapitre « Matériel et Techniques ». La méthode permet l’observation continue d’un seul et

même conidiophore en développement. Sur une culture ensemencée depuis 24 heures, nous pouvons repé¬

rer un filament conidiophore en raison de son épaisseur et des échinulations qui le différencient des fila¬

ments mycéliens sur lesquels il se dresse. Il s’allonge pendant environ 7 heures puis la croissance apicale

cesse, le sommet se renfle en spatule (6 heures), puis en ampoule large (50 p.m) au bout de 4 heures

et demie. Celle-ci se couvre alors de petites protubérances régulières, apparaissant simultanément

et dont l’extension se poursuit environ pendant deux heures, jusqu’à la formation synchrone de cellules

phialidiques fonctionnelles caractérisées par la présence d’une excroissance apicale, début de la coni-

diogenèse. La sporulation s’installe alors et les conidies sont émises toutes les 45 minutes (figure 9).

Fig. 9. — Chronologie de la différenciation et du fonctionnement de l’appareil conidien

chez Aspergillus tamarii.

Au cours de ce développement, des photos, prises toutes les 15 minutes, rendent compte de

la dynamique de la différenciation de l’appareil conidien (PI. 5).

Malgré les observations réitérées qui nous ont permis d’établir une moyenne, nous préférons

ne pas nous attacher à la durée chiffrée exacte de chaque étape de la morphogenèse mais plutôt à leur

durée relative. Nous constatons que le phénomène de l’élargissement apical du conidiophore jusqu’à

la formation complète des phialides est, de loin, le plus long. Lorsque cet appareil est devenu fonction¬

nel, c’est-à-dire après 20 heures, la conidiogenèse se réalise par contre, de façon très rapide, à raison

de 45 minutes par conidie.

Stilbotharnnium nudipes.

Au cours de son développement en culture, Sùlbolhamnium nudipes offre la particularité de

former des tètes conidiennes d’abord dispersées, puis groupées en corémies.

— Forme mucédinée. L’extension de la colonie et la chronologie du développement de cette

forme sont tout à fait comparables à celles que nous venons de décrire pour Aspergillus tamarii. Ici

toutefois, la phase préliminaire de croissance végétative est beaucoup plus longue (environ 72 heures)

et le thalle s’étend sur un diamètre de 5 cm lorsque débute la formation des ampoules conidiennes.

Par contre, le déroulement des étapes conduisant de l’hyphe conidiophore à la tête fertile sporulante

a la même durée que chez Aspergillus tamarii (20 h).

Nous avons observé au M.E.B. les stades successifs de la différenciation des hyphes fertiles

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PHÉNOMÈNES PARIÉTAUX AU COURS DE LA CONIDIOGENÈSE

de Stilbothamnium nudipes (PI. 6). Cette observation de surface montre que l’ornementation s'atténue

jusqu’au sommet renflé du conidiophore qui est pratiquement lisse. Lorsque la vésicule est achevée,

toute la surface se couvre de légers mamelons, formés de façon synchrone et qui apparaissent, au

début, unis les uns aux autres par des replis membraneux (PI. 6, fig. 1). Cette observation suggère

que les protubérances, issues de l’intérieur de la vésicule, soulèvent la paroi plus ou moins plastique

qui s’étire et sera rompue ultérieurement. En aucun cas, nous n’avons observé de figures suggérant

la formation d’un pore suivi d’un affaissement de la paroi vésiculaire et de l’extériorisation du bour¬

geon tel que le rapporte Hanlin (1976) pour Aspergillus clavatus. Bien au contraire, l’examen réalisé

au M.E.B. montre, à ce stade précoce, une continuité pariétale entre le bourgeon phialidique et la paroi

vésiculaire.

Penicilliopsis dichotomus.

Les cultures de Penicilliopsis dichotomus montrent un développement végétatif abondant qui,

au bout de 3 semaines, occupe toute la surface de la boîte de Pétri. Au contact des parois de la boîte

se forment alors des cordons fertiles souvent aplatis contre le support solide sur lequel ils se forment.

Contrairement à ce que nous avons rapporté chez S. nudipes, le revêtement conidien est homogène

tout au long du cordon témoignant d’une formation synchrone sur des éléments végétatifs qui ont

cessé de s’accroître.

L’observation microscopique montre que ces éléments sporogènes sont verticillés. Une première

phialide axiale cloisonnée à la base forme une conidie. Deux bourgeons latéraux, issus du filament

porteur, se forment ensuite sous la cloison et se développent latéralement en phialides groupées en

verticilles.

Des conidiophores de ce type sont généralement disposés sous forme mucédinée, éparse, à la

surface du thalle rampant.

Discussion

Les exemples de champignons que nous avons choisis offrent des morphologies reproductrices

variées génétiquement déterminées. L’étude de la chronologie de leur développement montre que

le passage de la forme végétative à la forme de multiplication peut comporter jusqu’à 3 étapes : la

formation d’une fructification (corémie), la différenciation d’un appareil conidiophore, puis la coni-

diogenèse à proprement parler. La réalisation des deux premières étapes est sensible aux conditions

de culture. En effet, la formation d’une fructification peut être différée comme pour les corémies de

Stilbothamnium ou de Penicilliopsis qui succèdent à une phase mucédinée. Dans les formes à pycnides

entre autres, le conidiophore peut totalement disparaître et l’hyphe végétative devenir elle-même

conidiogène (Djerbi et al., 1974, Fayret, 1975).

A l’inverse, il existe des exemples où la phase végétative a pu être expérimentalement suppri¬

mée ou considérablement abrégée ( Aspergillus niger : Anderson et Smith, 1971 et 1972, Neurospora

crassa : Cortat et Turian, 1974, Pénicillium digilatum : Zeidler et Margalith, 1972 et 1973, Péni¬

cillium urticae : Sekiguchi et al., 1975), à tel point que la conidie ne germe pas en un mycélium mais

porte directement un conidiophore porteur de conidies. Il s’agit du cycle conidiogénétique court ou

« microcycle » que Smith décrit en détail (1977) pour Aspergillus niger. La phase reproductive d’un

champignon peut donc être altérée par modification des conditions de milieu. Cependant, le mode

de conidiogenèse semble résister, du moins dans les exemples observés, aux changements des condi¬

tions extérieures et conserver son caractère propre, malgré les modifications de l’appareil conidiophore.

Cette dernière constatation implique une sorte de dissociation voire d’indépendance, entre l’élabo¬

ration de l’appareil conidiophore et la genèse des conidies.

Dans de nombreux cas, l’action de la lumière et de la température sont déterminantes dans

l’accomplissement des phases successives de la reproduction (Leach, 1962 et Leach et Trione, 1965).

On ne peut exclure que de telles modifications se produisent dans la nature en réponse à des

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MARIE-FRANCE ROQUEBERT

variations écologiques. Cette plasticité dans la forme des organes de reproduction pourrait alors avoir

une incidence sérieuse sur le plan systématique.

Pour préciser cette indépendance entre l’élaboration de l’appareil conidiophore et la genèse

des conidies et la portée de cette sensibilité au milieu extérieur, nous avons tenté de superposer à une

constatation d’ordre biologique et morphologique, des observations d’ordre structural afin d’en éva¬

luer les incidences profondes au niveau du cytoplasme.

2. — Cytologie de la différenciation.

a) Filament conidiophore.

L’observation microscopique de jeunes cultures de Aspergillus tamarii et Stilbothamnium nudipes

permet de distinguer d’emblée les filaments conidiophores des filaments végétatifs grâce à deux carac¬

tères morphologiques : leur épaisseur et leur ornementation, et grâce à leur orientation.

Chez Stilbothamnium nudipes, le diamètre des filaments fertiles peut atteindre le double environ

de leurs voisins végétatifs. L’épaisseur de la paroi n’étant pas considérablement accrue, c’est donc

un volume cytoplasmique plus grand qui se trouve contenu dans le filament appelé à une plus grande

activité physiologique.

L’ornementation est constituée de protubérances irrégulièrement rapprochées, plus ou moins

saillantes mais dont l’épaisseur peut atteindre 1 pm soit au moins égale à celle de la paroi.

Le conidiophore dans les permiers temps de son développement s’accroît de façon apicale comme

une hyphe végétative dont il possède l’organisation cytoplasmique et les composants pariétaux. Son

épaisseur augmente par accumulation de cytoplasme et la couche externe de sa paroi s’orne de digi¬

tations caractéristiques.

Lorsque le conidiophore a atteint sa taille définitive, le sommet du filament se renfle en une

ampoule dont la paroi s’épaissit considérablement. Dans le même temps, la disposition longitudinale

et ordonnée des organites fait place à une répartition latérale qui suit la forme élargie du sommet

(Hanlin, 1976 et Bujovic-Cvetic et Vujicic, 1974).

b) Formation des phialides.

Aspergillus tamarii.

L’arrêt de la croissance apicale du conidiophore et la formation de la vésicule phialidifère A'Asper-

gillus tamarii s’accompagnent d’un épaississement considérable de la paroi (11 pm au lieu de 1,3 pm).

(PI. 7).

On y retrouve les couches externes A et B inchangées (A, étroitement appliquée à B ne forme

plus d’ornementations à ce niveau) tandis que C s’est notablement accrue. Elle conserve sa structure

stratifiée et la coloration de Thiéry permet d’y distinguer 3 strates polysaccharidiques (PI. 7, fig. 1),

d’épaisseur sensiblement égale et de nature comparable. La plus interne suit les indentations du plas-

malemme. En des points régulièrement espacés, celui-ci forme des fossettes dans le creux desquelles

s’accumulent des vésicules (PI. 7, fig. 1) qui vont rapidement se multiplier (PI. 7, fig. 2, 3 et 4). Elles

prennent bientôt une disposition en triangle dont la pointe s’insinue dans l’épaisseur de la paroi et

dont la base est appliquée à la membrane plasmique. Au voisinage de celle-ci s’accumulent, dans le

cytoplasme sous-jacent, un grand nombre de vésicules qui déterminent une activité cytoplasmique

intensifiée. Le cytoplasme prolifère alors et occupe la position en triangle des formations vésiculaires

externes qui se dispersent à la surface de cette avancée cytoplasmique (PI. 8).

La progression du cytoplasme vers l’extérieur s’accompagne d’une production de matériel parié¬

tal de même nature que la strate profonde de C comme en témoigne la continuité parfaite observée

(PI. 8) entre le matériel nouvellement formé et la strate la plus interne de C. Sous l’effet de cette poussée

venue de l’intérieur se forment des boursouflures à la surface de l’ampoule (PL 8, fig. 1, 2, 3 et 4).

Source : MNHN, Paris

PHÉNOMÈNES PARIÉTAUX AU COURS DE LA CONIDIOGENÈSE

Les couches pariétales externes et intermédiaires, A, B et une partie de C, plus rigides, se tendent au

fur et à mesure que s’avance le bourgeon cytoplasmique endogène. La couche la plus interne de la

paroi, qui garde un caractère juvénile, plastique, peut s’étirer, s’accroître et se différencier indépen¬

damment des autres. Elle enveloppe par étirement le bourgeon cytoplasmique qui continue sa progres¬

sion jusqu’à traverser la paroi et faire saillie à la surface de la vésicule. Cette protubérance s’allongera

encore avant de se différencier en phialide ; elle est alors enveloppée d’une paroi qui est, en réalité,

le prolongement d’une strate interne de C de la vésicule mais dont les composants se différencieront,

à leur tour, rapidement. Un bourrelet, facilement observable à la base des cellules sporogènes fonc¬

tionnelles témoigne, très souvent, de la formation endogène de celles-ci (PI. 9, fig. 3).

Les événements que nous venons de décrire au cours de la formation des bourgeons phiali-

diques sont le résultat d’une intense activité cytoplasmique dont nous avons pu suivre les étapes.

Le premier phénomène remarquable est l’accumulation locale de vésicules cytoplasmiques. Appa¬

rues dès les premiers stades de la genèse de la phialide, elles se multiplient et migrent en groupe vers

les beux privilégiés de probfération (PI. 7, fig. 1). D’aspect identique en coloration ordinaire, le test de

Thiéry nous permet de distinguer la double nature de ces vésicules qui diffèrent par leur contenu

et la nature de leur enveloppe (PI. 8 et 9). Les unes, fortement réagissantes au protéinate d’Argent,

véhiculent des composés de nature polysaccharidique, riches en groupement a glycol libres, tandis

que les autres, transparentes aux électrons et de morphologie plus irrégulière, contiennent des corps

non réactifs à ces colorants. Elles sont parfois groupées à l’intérieur de vacuoles de plus grande taille

qui les transportent jusqu’au niveau du plasmalemme (PI. 9, fig. 2). La similitude de structure (mem¬

brane unitaire) et de réaction au test de Thiéry observée entre les membranes du premier type et le

plasmalemme, ainsi que leur migration à travers celui-ci autorisent à penser qu’il peut y avoir fusion

entre ces deux éléments. Ainsi, la surface de la membrane plasmique se trouverait accrue et le contenu

vésiculaire libéré à l’extérieur. On observe d’ailleurs fréquemment du matériel saccharidique fibre

disposé à la face externe du plasmalemme (PI. 9, fig. 1 et 2). Certaines peuvent le traverser en conser¬

vant leur structure (PI. 9, fig. 1 et 2). Le matériel transporté par ces vésicules peut être de nature

enzymatique (lyse et synthèse des composants pariétaux) ou composé de monomères destinés à être

assemblés ira situ.

Les observations que nous avons réalisées ne nous permettent pas de conclure sur l’origine

des vésicules. Nous n’avons pas rencontré l’appareil de Golgi dont on les fait généralement dériver

(Dargent, 1977). Cependant nous avons pu constater la présence, à la base des bourgeons phiali-

diques, de travées de réticulum parfois en continuité avec les vésicules du 2 e type (PI. 8, fig. 1). Cette

situation ainsi que la similitude de réaction aux colorants nous permet de supposer une certaine conti¬

nuité ontogénique entre les deux.

Un autre aspect de l’organisation cytologique de ces phialides en voie de formation nous paraît

tout à fait remarquable. C’est la présence constante de nombreuses mitochondries groupées à la base

de bourgeons (PI. 8 et PI. 9). Ce fait paraît justifié par la nécessité d’apports énergétiques indispen¬

sables aux synthèses nombreuses et rapides dont ces bourgeons sont le siège privilégié.

Apergillus tarnarii comme Stilbothamnium nudipes ont, à l’état mûr, des phialides qui ne sont

pas directement insérées sur la vésicule mais portées par une cellule intermédiaire : la métule.

Chez les Aspergillus bisériés on interprète la formation de la tête conidienne comme une succes¬

sion chronologique : d’abord formation d’une couche de métules puis, sur ces dernières formation de

verticilles de phialides (Râper et Fennell, 1965). Les observations que nous avons faites montrent

que chez Aspergillus tarnarii, l’individualisation de la métule est secondaire. En effet, lors de l’élabo¬

ration des premières spores, la phialide est toujours unicellulaire ; elle se cloisonne ensuite vers le quart

inférieur, individualisant ainsi, au sommet, la cellule conidiogène, surmontant une cellule basale à

partir de laquelle, chez Aspergillus tarnarii, vont bourgeonner les phialides secondaires.

Au premier temps de leur fonctionnement, les phialides sont séparées de la vésicule par une

cloison incomplète. La persistance du pore central suggère une certaine continuité dans la migration

des organites cytoplasmiques, de la vésicule vers la cellule sporogène, au cours de son fonctionnement.

Au début de sa formation, la phialide est un élément cellulaire qui s’accroît par l’apex puis

s’amincit et se renfle finalement pour former l’ébauche de la première conidie (PI. 10 et figure 10). Sa

Source : MNHN, Paris

MARIE-FRANCE ROQUEBERT

paroi n’est pas sensiblement différente de celle de l’hyphe végétative. On y retrouve la pellicule externe A,

la couche B superposée à une couche plus épaisse C, directement en contact avec le plasmalemme.

Au sommet cependant, ces couches externes ne sont pas distinguables (PI. 10, fig. 1), comme au som¬

met d’une hyphe végétative, elles ne sont pas encore différenciées. Dans le cytoplasme nous retrou¬

vons la disposition des organites qui rappelle très nettement celle d’un apex hyphal en croissance : le

groupement de vésicules cytoplasmiques au sommet, des mitochondries en retrait disposées longitudi¬

nalement et, enfin, des noyaux groupés à la base.

Penicilliopsis dichotomus.

Dans le cas de P. dichotomus, les phialides ne sont pas portées à la surface d’une structure diffé¬

renciée comme la vésicule d’ Aspergillus mais disposées en verticille à l’extrémité d’un filament que

rien, au début, ne distingue morphologiquement d’une hyphe végétative.

La première phialide terminale, en continuité avec l’hyphe porteuse dont elle n’est séparée

que par une cloison incomplète, commence à élaborer des conidies. Sa paroi est composée des 3 couches

A, B et C. La couche profonde C est scindée, au niveau de la cloison, par les prolongements de la zone

triangulaire transparente aux électrons qui terminent latéralement le sillon médian.

Les phialides suivantes naissent successivement à quelque distance en dessous de cette cloison.

Une excroissance cytoplasmique latérale se manifeste (PI. 9, fig. 4). Elle est enveloppée d’une nou¬

velle strate de même nature que la couche interne de C avec laquelle elle apparaît en continuité (PI. 9,

fig. 4). L’étirement de cette strate profonde sous l’action de la pression interne cytoplasmique implique

le clivage de la paroi entre la strate interne plastique et les couches externes différenciées qui se déchi¬

rent et laissent le passage à l’ébauche de phialide (PI. 9, fig. 5). Plus tard, cette origine endogène est

matérialisée par la présence d’un bourrelet pariétal circulaire à la base de la phialide.

Comme pour Aspergillus tamarii, la formation des bourgeons phialidiques s’accompagne, au

niveau du cytoplasme de la cellule mère, d’une accumulation de vésicules qui viennent fusionner avec

le plasmalemme et déverser leur contenu dans la paroi (PI. 9, fig. 4). En outre, nous avons fréquemment

observé la présence d’un noyau au voisinage immédiat de la très jeune ébauche phialidique (PI. 9, fig. 4).

Discussion

Des résultats que nous venons d’exposer, il ressort qu’un mécanisme unique préside à la forma¬

tion des parois lors de la genèse des phialides, qu’elles soient disposées à la surface d’une vésicule ou

en verticille.

Parmi les nombreux chercheurs qui ont travaillé sur les Aspergillus et leur différenciation,

seul Hanlin (1976) s’est intéressé à l’étude ultrastructurale de la formation des phialides chez Asper¬

gillus clavatus. Les documents photographiques qu’il publie sont comparables à ceux que nous avons

obtenus en 1975 pour Aspergillus tamarii. Cependant, son interprétation diffère sensiblement de la

nôtre.

En premier lieu, l’auteur observe chez Aspergillus clavatus des dépressions superficielles de la

vésicule résultant, selon lui, d’une lyse ponctuelle interne de la paroi qui entraîne un affaissement

temporaire des couches externes. Plus tard, l’avance du bourgeon cytoplasmique les repousse vers

l’extérieur, l’ensemble formant la future phialide. Les observations séquentielles que nous avons pu

réaliser sur Aspergillus tamarii montrent, au contraire, que seule la strate la plus interne de la paroi

persiste et se développe au cours de la phialogenèse, les couches externes étant lysées ou rompues

et rejetées latéralement. Partout la continuité pariétale interne est évidente. En outre, les cicatrices

circulaires observables à la base des phialides ne peuvent s’expliquer que par une rupture des couches

externes.

Les résultats similaires obtenus dans l’analyse de la formation des phialides secondaires de

Penicilliopsis dichotomus confirment cette interprétation. Il apparaît donc que, dans les cas étudiés,

où les cellules sporogènes ne sont pas axiales elles sont formées par une protubérance cytoplasmique

Source : MNHN, Paris

PHÉNOMÈNES PARIÉTAUX AU COURS DE LA CONIDIOGENÈSE

qui s’accroît vers l’extérieur et dont la paroi tire son origine de la couche la plus interne de celle de la

cellule-mère. Les autres composants pariétaux de celle-ci se trouvent lysés et rompus, laissant le pas¬

sage au bourgeon phialidique qui se développe et se différencie par la suite.

Nous retrouvons ainsi un processus analogue à celui que nous avons décrit lors de l'émission des

ramifications d’une hyphe végétative.

Les phénomènes pariétaux observés s’accompagnent d’une activité enzymatique intense au

niveau du cytoplasme, visualisée par la présence de vésicules groupées au point d’émergence. Présentes

en grand nombre aux premiers stades d’ontogenèse, elles disparaissent lorsque la cellule sporogène

est achevée et fonctionnelle, témoignant ainsi de leur rôle initiateur dans le mécanisme d’élaboration

des cellules. Elles peuvent transporter soit des précurseurs des composants pariétaux, soit des enzymes

de lyse et de synthèse nécessaires à l’accroissement du bourgeon phialidique.

Il semble qu’il y ait un ordre dans la formation des phialides d’un verticille chez PeniciUiopsis

dichotomus. En effet, une phialide terminale, axiale, s’individualise et devient fonctionnelle avant

tout bourgeonnement de phialide secondaire. Ainsi, l’arrêt de la croissance apicale de l’hyphe coni-

diophore précède l’élaboration du verticille. Les observations réalisées au microscope photonique

montrent qu’il en est de même pour les Aspergillus bisériés ( A. lamarii) où la phialide axiale

commence à fonctionner, puis se cloisonne à la base pour former une métule à partir de laquelle pren¬

dront naissance les phialides latérales.

Cet élément conidiogène latéral peut être plus ou moins développé par rapport à son homo¬

logue axial. Dans le cas de Sesquicillum par exemple (Gams, 1968), il est réduit à un orifice sporogène,

sorte de col court situé sous la cloison basale de la phialide principale.

Les septums situés entre les cellules conidiogènes et le filament porteur ont une constitution

de type hyphal. Chez PeniciUiopsis, les prolongements latéraux du septum clivent en deux la paroi

profonde de l’hyphe. Seule, la couche interne reste plastique et susceptible de s’étirer et de se déve¬

lopper, au moins partiellement, pour recouvrir le bourgeon phialidique secondaire. Dans la paroi laté¬

rale se forme une zone rectiligne statique qui limite toute nouvelle différenciation. Notre interpréta¬

tion de ce phénomène repose sur la notion de différenciation de la paroi selon un front progressif de

migration de matériaux et d’enzymes, par l’intermédiaire du plasmalemme, se déplaçant du cytoplasme

vers l’extérieur. Les prolongements latéraux du sillon constitueraient une ligne de discontinuité dans

le transport des matériaux nécessaires à la différenciation. A son contact s’établirait ainsi un front

rigide, analogue dans son comportement aux composants externes de la paroi, et limitant les strates

plastiques.

En résumé, par delà des différences morphologiques importantes, nous avons pu mettre en évi¬

dence, chez S. nudipes, A. tamarii et P. dichotomus, un mécanisme fondamental commun conduisant

à la formation des cellules conidiogènes (phialides dans tous les cas) à partir d’hyphes végétatives.

La communauté de structure de la paroi de ces deux types d’éléments, végétatif ou reproducteur,

est sans doute la cause de leur similitude de comportement. Le morphogenèse repose ici, en effet, sur

l’aptitude de la couche pariétale interne à se développer (par acquisition de matériel nouveau venu

du cytoplasme et par étirement), de façon préférentielle à travers les strates externes, dont le degré

de différenciation est tel qu’il interdit toute plasticité. Seule la formation de la vésicule aspergillaire

semble impliquer des mécanismes propres à la forme reproductrice ; il a cependant été observé (Turian,

1974) qu’un arrêt expérimental de la croissance apicale d’une hyphe provoque un épaississement consi¬

dérable de la paroi à ce niveau.

Il apparaît donc qu’il n’y a pas, dans les exemples choisis, de structure fondamentalement

différente entre un élément végétatif et un élément conidiogène. Seule la fonction, c’est-à-dire la pro¬

duction de conidies, peut caractériser la cellule conidiogène.

C’est sur ce point que portera maintenant notre étude.

Source : MNHN, Paris

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II. - CONIDIOGENÈSE BASIPÈTE

A. — Définition des phialides-Rappel bibliographique

Après l’étude du mode de formation des cellules conidiogènes à partir de l’hyphe végétative,

nous analyserons maintenant la genèse conidienne. Notre recherche porte en premier lieu sur le fonc¬

tionnement des phialides en raison de leur large répartition et de l’intérêt évolutif que semble présenter

ce groupe parmi les formes de reproduction des champignons. En effet, leur présence ne se limite pas

aux champignons imparfaits. On les retrouve, d’une façon générale, à l’origine de la genèse des sperma-

ties, éléments fécondateurs des champignons Ascomycètes.

Depuis sa définition par Vuillemin (1910, a), le concept de phialide a sensiblement évolué

et dans des directions diverses. Avec l’introduction de la microscopie électronique de nouvelles obser¬

vations, au niveau ultrastructural, ont été réalisées sans que, jusqu’à ce jour, une conception synthé¬

tique ait pu en être dégagée.

Pour Vuillemin, la phialide était le rameau mycélien immédiatement situé sous les conidies

auxquelles il donne naissance. Ce rameau, renflé à la base, puis étiré en un col percé d’un orifice som-

mital par lequel sont émises les conidies, présente une morphologie particulière, en forme de bouteille,

d’où il tire son nom : phialide (du grec phiala : fiole, flacon).

Bien que fondamentale, cette première description strictement morphologique apparaît quelque

peu restrictive. Vingt ans plus tard, lorsque les mycologues cherchèrent à appliquer la « classification

rationnelle des Hyphomycètes » préconisée par Vuillemin, ils furent amenés à préciser la notion de

phialide en l’élargissant de façon à recouvrir un plus grand nombre de formes naturelles. Mason (1933)

décrivit sous ce terme des cellules sporogènes qui n’avaient plus rigoureusement la forme d’une bou¬

teille et ajouta à la définition primitive, des caractères concernant la disposition des conidies, en chaînes

ou en têtes, selon leur nature sèche ou muqueuse.

Dans sa classification expérimentale des Hyphomycètes fondée sur l’ontogénie des conidio-

phores et des conidies, Hughes (1953) créa une section particulière pour les organismes dont les coni¬

dies « se forment en succession basipète à partir de l’apex d’un conidiophore (phialide) qui possède

ou non une collerette nettement visible ». Il n’exclut pas la possibilité pour une phialide de proliférer

(Catenularia), par contre il en distingue les cellules conidiogènes offrant une morphologie analogue,

mais dont le col s’accroît lors de l’émission basipète de chaque conidie, élaborant ainsi des annella-

tions cicatricielles superposées, visibles au microscope optique. Pour ce type de cellules conidiogènes,

il proposa le terme d 'annellophores. Ainsi, une observation approfondie permit dans un premier temps,

d’isoler d’un ensemble de structures de morphologie comparable, un groupe assez nettement carac¬

térisé et différant des phialidés par leur conidiogenèse.

Tubaki (1963) devait, à son tour, diviser les représentants du groupe des phialidés, redéfini

par Hughes (section IV), selon le lieu exact de la formation des conidies au niveau du col. Une pre¬

mière section IVa englobe les conidies à formation endogène (à l’intérieur du col allongé de la phialide,

type Chalara) tandis que la deuxième section IVb recouvre un mode de formation sub-endogène, à

l’extrémité du col, le bourgeon se trouvant ainsi rapidement porté à l’extérieur de la phialide.

Plus tard, l’étude séquentielle de la conidiogenèse devait permettre à Madelin (1966), puis

Cole et Kendrick (1969), d’apporter des précisions supplémentaires à la définition de ce type de

cellules sporogènes.

En 1969, les mycologues spécialistes des Hyphomycètes tentèrent, à la lumière des données

nouvellement acquises, de faire une synthèse des conceptions diverses et de redéfinir la phialide (Subra-

manian, 1971). Deux aspects apparurent fondamentaux : les relations pariétales phialide-conidie et

le mode de libération de la première conidie. Ce dernier point constitue en effet une étape décisive

de la transformation d’un rameau mycélien, encore végétatif, en élément reproducteur. La définition

Source : MNHN, Paris

PHÉNOMÈNES PARIÉTAUX AU COURS DE LA CONIDIOGENÈSE

suivante fut finalement proposée (Kendrick, 1971) : « Une phialide est une cellule conidiogène qui

produit, à partir d’un locus conidiogène fixe, une succession basipète de conidies dont les parois se

forment de novo.

La première conidie se forme à l’intérieur d’une extension apicale de la cellule sporogène ; elle

est libérée par la rupture ou la désagrégation de la paroi du sommet de la phialide. Par la suite, la

zone pariétale située entre le point de rupture et le locus conidiogène forme la collerette. La longueur

de la phialide n’est pas modifiée par suite de la production de conidies. Exemple type de phialide :

Phialophora verrucosa Medlar ».

Ainsi, à une définition de la phialide purement morphologique, se superpose au cours des ans,

une conception ontogénique, où le lieu et le mode d’élaboration des conidies deviennent prépondé¬

rants. A la notion originelle de rameau mycélien porteur de conidies (Vuillemin), on tend ainsi à

substituer celle d’un organe différencié, siège des mécanismes propres à la conidiogenèse.

Les théories concernant l’origine et l’évolution des phialides formulées par Chadefaud (1960, a)

et Hughes (1971, b) principalement, tendent d’ailleurs à faire dériver la phialide de sporocystes (= coni-

diocystes) transformés, c’est-à-dire d’éléments particuliers où la formation simultanée de spores endo¬

gènes se trouve peu à peu remplacée par une élaboration successive et sub-endogène. Nos résultats

concernant le mode de formation des phialides nous ont, au contraire, momentanément conduite à

les considérer comme des rameaux végétatifs spécialisés. Nous nous proposons donc maintenant de

reprendre cette question, en analysant le mécanisme de leur fonctionnement.

B. — Analyse de la conidiogenèse

1) Aspergillus tamarii.

— Formation de la première conidie.

A une organisation cytologique de filament en croissance se substitue, au début du fonctionne¬

ment d’une phialide, une orientation particulière des organites. Ils subissent une dispersion latérale

accompagnée d’un élargissement du bourgeon conidien apical, dû à une synthèse pariétale, non plus

limitée à l’apex mais élargie en une sorte de dôme qui coiffe largement le sommet. La répartition des

organites perd alors son orientation axiale et tend vers une disposition circulaire qui épouse la forme

générale de cet apex subsphérique (PI. 10, fig. 2 et 3). Sous l’action de la poussée rapide de ce bour¬

geon, les fines couches externes A et B n’ont pas le temps d’être complètement différenciées (PI. 10,

fig. 4). Ainsi se forme le premier bourgeon conidien enveloppé seulement, au début, par la couche

interne de la paroi phialidique. Les noyaux et les mitochondries ainsi que les autres organites y migre¬

ront ensuite (PI. 10, fig. 4). La première conidie s’individualise par une cloison qui se forme au rétré¬

cissement de la phialide (figure 10).

La dépolarisation de l’apex phialique et la formation de la première spore mettent un terme à l accrois¬

sement apical de l’hyphe conidiophore et visualisent ainsi la fonction proprement conidiogène de ce rameau.

Après la formation de la première spore, le lieu d’élongation de la phialide se trouve définiti¬

vement fixé en-deçà de la première cloison phialide-conidie. Un accroissement sub-apical remplace

ainsi l’accroissement apical caractéristique du filament végétatif.

— Formation des conidies successives.

Pour plus de clarté dans l’exposé de l’évolution des composants pariétaux, nous avons été

amenée à leur affecter une lettre. Cependant, les diverses couches de ces éléments jeunes doivent, comme

dans l’appareil végétatif, être considérées comme les stades successifs d’une paroi en évolution. La

paroi de la phialide est donc constituée d’une pellicule externe A prolongée vers l’intérieur par une

couche B suivie d’une couche pariétale C ou couche profonde, homogène et contiguë au plamalemme.

Au cours de la formation des bourgeons conidiens, on observe une continuité remarquable

Source : MNHN, Paris

MARIE-FRANCE ROQUEBERT

(PI. 11) entre la couche interne de la paroi phialidique et l’enveloppe des bourgeons conidiens successifs,

qu’elle coiffe et accompagne dans leur développement.

Fie. 10. — Initiation du fonctionnement conidiogine de la phialide.

A : accroissement apical montrant une organisation analogue à celle d'un filament végétatif ; B : arrêt de la crois¬

sance apicale ; l'apex se renfle en un primordium conidien où migre un noyau.

C : individualisation du primordium par formation d'une cloison ; D : reprise de l'accroissement, au sommet de

la phialide, sous la cloison conidienne.

L’individualisation d’une conidie résulte de la formation d’un septum. Celui-ci débute par une

invagination centripète du plasmalemme (PI. 11, fig. 1 et 2) et de la strate interne de la couche pariétale C

qui lui est attenante. En effet, cette couche C, au niveau de la future cloison se clive en deux strates :

l’une, externe, Cl, continue de la phialide à la conidie, l’autre interne, C2, s’invaginant pour former le

septum en laissant au point d’invagination une zone triangulaire (PI. 11, fig. 2). Au fur et à mesure

de sa progression vers le centre, la couche C2, en formation cunéiforme, se différencie. Deux liserés

sombres, fortement réactifs au test de Thiéry, bordent ses faces opposées, laissant entre eux une zone

médiane plus claire (le sillon) ; le clivage de la paroi interne de la phialide s’accuse au niveau de la

base de la zone triangulaire. Les 2 lames septales C2 délimitent finalement un pore central longtemps

persistant. Nous n’y avons pas observé de corps de Woronine.

Jusqu’ici, les étapes du cloisonnement entre la cellule conidiogène et la conidie sont les mêmes

que dans les hyphes végétatives. Le stade suivant est marqué par une différenciation simultanée des

composants du septum et de la paroi conidienne, différenciation propre àl'étal conidien (PI. 12 et fig. 11).

Elle débute, dans le col de la phialide, par un épaississement assez considérable du septum

consistant dans la production, de façon symétrique, d’une épaisse couche lamellaire de part et d’autre

du sillon médian (PI. 12, fig. 3 et 4). Seule la coloration de Thiéry en révèle la constitution faite de

Source : MNHN, Paris

Fie. 11. — Conidiogenèse chez Aspergillua tamarii.

A : Formation de la première spore SI (Ph : phialide). Les couches A. B et C sont continues de la phialide à

la spore.

B : Différenciation du septum (Zm : zone médiane) et clivage de la couche C en Cl et C2. C : Différenciation de

la couche lamellaire intermédiaire Cli et rupture des couches A et B. D : Formation de la deuxième conidie.

Les couches A, B et Cl forment un épaississement au niveau du col ; E : Formation du deuxième septum

et clivage de la couche C2 d'origine en C'I et C'2 ; F : Différenciation de la paroi sporale (Ps 1 . i l’intérieur

de la chaîne.

Source : MNHN, Paris

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granules réactifs au protéinate d’Argent, alignés et disposés en files parallèles à la surface de la conidie

(PL 12, fig. 4). Cet épaississement se propage d’une part vers la conidie dont elle constituera la couche

pariétale intermédiaire, et d’autre part vers le bourgeon qu’elle recouvre. En raison de sa position

entre les couches originales Cl et C2, nous appellerons cette nouvelle strate : couche lamellaire inter¬

médiaire Cli. Son extension repousse latéralement la strate Cl étirée et confondue alors avec les couches

externes. A l’intérieur de cette gaine, les territoires cytoplasmiques conidiens et phialidiques sont

délimités par la couche C2, appliquée au plasmalemme (PL 12, fig. 2, 3 et 4). Le sillon médian persiste

encore sous forme d’un mince liseré transparent aux électrons. La différenciation de la couche lamel¬

laire entraîne un épaississement considérable du septum et de la paroi conidienne et leur confère une

nature propre, différente de celle d’un fragment d’hyphe auquel il pouvait être assimilé jusqu’à ce

stade.

Ainsi commence la différenciation proprement conidienne des parois. Nous en étudierons le

déroulement dans un chapitre ultérieur.

Le sommet de la phialide continue de s’accroître ; la conidie et le septum qui la délimite se

trouvent portés hors du col, dégageant ainsi une nouvelle ébauche conidienne sous-jacente (PL 13, fig. 1).

Sous l’effet de cette pression axiale, les composants pariétaux externes, A, B et Cl sont étirés puis

rompus au niveau du col. La jeune conidie possède alors une paroi composée d’une couche profonde C

(C2 d’origine) autour de laquelle se reconstituent rapidement les composants externes A et B. La

couche Cl, étirée, n’est plus distincte. Après un certain temps, cette nouvelle ébauche sera, à son

tour, individualisée par une cloison qui s’effectue et c’est bien là l'originalité de ce type de cellules coni-

diogènes, dans le col, au même niveau que les précédentes. Sa formation entraînera à nouveau le clivage

de la couche C (C2 de la couche C originelle) et l’apposition latérale d’une nouvelle strate résiduelle

(PL 14, fig. 1 et 2).

A l’intérieur du col de la phialide, les structures sont maintenues par une paroi fixe qui limite

les possibilités d’extension. Il en résulte une accumulation de strates concentriques, plus ou moins mar¬

quées, progressant vers l’intérieur du col et finissant, à la longue, par l’obturer. La structure lamel¬

laire de cet épaississement est, dans la plupart des cas, nettement observable (PL 14, fig. 1 et 2). Sa

formation est une conséquence directe de la fixité du lieu de septation. En effet, les cloisonnements

étagés vers l’extérieur de la cellule sporogène (annellides) impliquant le même clivage longitudinal

de la paroi entraîneraient des épaississements étagés moins considérables que ceux que nous observons

dans le cas des phialides. Nous reviendrons sur ce point dans la discussion.

Les parois des conidies successives ont, comme nous venons de le voir, une origine commune :

la paroi de la phialide. Là continuité de ces composants ainsi que leur plasticité, alliées à la persistance

des septums, expliquent la disposition caténée et cohérente des phialospores de Aspcrgillus lamarii.

Bien que les strates externes aient tendance à se confondre au fur et à mesure que l’on s’éloigne du

locus conidiogène, nous avons pu observer la structure de la gaine commune qui les unit (PL 13).

Chaque cellule est entourée d’une couche mince régulière, uniforme, C2, qui s’amincit au niveau du

pore septal à l’intérieur duquel elle pénètre, au moins dans les stades jeunes (Pl. 13, fig. 2). Elle est

limitée latéralement par la couche lamellaire intermédiaire où se sont reconstituées les couches externes A

et B. A la base et au sommet de chaque conidie persistent un certain temps les restes des couches Cl

entre la couche lamellaire et les couches A et B (PL 13, fig. 1).

Ces différentes couches, encore identifiables dans les stades très jeunes, ne le sont plus au fur

et à mesure que l’on s’éloigne de la zone sporogène. La chaîne conidienne n’apparaît donc pas composée

d’éléments cellulaires contigus réunis dans une gaine externe indépendante à la manière des graines

dans une gousse, mais plutôt comme un ensemble continu dont les éléments dépendent les uns des

autres. Au sein de cet ensemble vont se différencier les constituants propres à chaque conidie, qui

deviendra alors un élément autonome.

Outre la présence de cette gaine continue, l’homogénéité et la persistance des septums inter-

conidiens sont des facteurs de cohésion caténaire très importants chez Aspergillus tamarii. La structure

homogène.du septum, longtemps intacte, confère une grande stabilité au connectif. Dès que celui-ci

sera gagné par la différenciation, il perdra son homogénéité et deviendra plus fragile et susceptible

d’être rompu. Cette notion d’hétérogénéité structurale dii septùm a pour nous, une importance consi-

Source : MNHN, Paris

PHÉNOMÈNES PARIÉTAUX AU COURS DE LA CONIDIOGENÈSE

dérable dans la disposition des phialoconidies en chaînes ou en têtes (Roquebert, 1976), à cause de

la dislocation rapide qu’elle entraîne.

2) Stilbothamnium nudipes.

— Formation des conidies successives.

La formation des conidies de Stilbothamnium nudipes se déroule suivant un processus compa¬

rable à celui de Aspergillus tamarii.

Un accroissement préférentiel d’une couche interne de C, accompagné d’un clivage longitu¬

dinal de la paroi en Cl et C2, est à la base de ce mode de développement (PL 15). L’enveloppe pariétale

nouvellement délimitée s’applique au plasmalemme de l’ébauche conidienne et l’accompagne dans

son développement hors du col de la phialide. Lorsque le bourgeon a atteint sa taille à peu près défi¬

nitive, il est délimité au niveau du col de la phialide par une cloison transversale de type hyphal par

sa genèse et sa composition (PI. 16). Dès que le cloisonnement est achevé, le sommet de la cellule phia-

lidique reprend une activité cytoplasmique de croissance, poussant hors du col la jeune conidie et

son septum. Ceux-ci sont portés vers l’extérieur par un mouvement axial auquel seule participe la

couche interne C2 de la paroi de la cellule conidiogène, les couches A, B et Cl étant étirées puis rom¬

pues (PI. 15, fig. 1). Au cours de la progression vers l’extérieur, les composants externes A et B se

reconstituent rapidement et l’on retrouve ainsi, autour de la conidie, une paroi de composition appa¬

remment identique à celle de la cellule-mère.

Ce mécanisme de repousse et de cloisonnement se répète au même niveau pour chaque conidie

nouvellement formée. Les restes des couches externes A, B et Cl, rompues à chaque individualisation

d’une conidie, se superposent ainsi à l’intérieur du col où elles forment un épaississement annulaire

fibreux dont l’épaisseur croît avec l’âge de la phialide et le nombre de conidies émises (PI. 15, fig. 2

et 3 et figure 12). Finalement, le col de la phialide peut être pratiquement obturé par ce bourrelet (PL

15, fig. 3).

La conidiogenèse itérative et l’origine pariétale commune entre la phialide et les conidies suc¬

cessives expliquent la disposition caténée de ces dernières. Elles sont d’abord unies entre elles par les

septums puis, seulement juxtaposées lorsque, assez rapidement, ces cloisons sont clivées (Pl. 16, fig. 6).

Nous avons pu suivre l’évolution d’un septum depuis sa formation jusqu’à sa lyse. A la différence

d 'Aspergillus tamarii, il ne se forme pas, dans les cloisons conidiennes de Stilbothamnium nudipes, de

nouvelle strate comparable à la couche lamellaire intermédiaire. D’aspect homogène lorsqu’il s’établit

dans le col de la phialide, il se différencie par la suite en deux couches parallèles séparées par un sillon

médian (Pl. 16, fig. 4). C’est sous cette forme, quoique légèrement épaissi, que nous le retrouvons à

l’extérieur de l’orifice du col. Bientôt se produit la lyse centripète de la zone triangulaire latérale et

du sillon médian accompagnée de la différenciation d’une nouvelle pellicule externe sur chaque face

médiane du septum (Pl. 16, fig. 5 et 6).

Les étapes de la lyse septale seront exposées au cours de l’étude de la libération des conidies.

Dans la jeune phialide de Stilbothamnium nudipes, les organites cytoplasmiques sont répartis

selon une disposition particulière (Roquebert, 1973). Nous y avons régulièrement observé plusieurs

noyaux situés vers la base, le sommet étant occupé par des mitochondries et des travées longitudinales

de réticulum. Au sommet de la cellule on remarque, dans le cytoplasme immédiatement situé sous le

septum conidien, une accumulation importante de vésicules dispersées, ou parfois groupées contre

le plasmalemme. Par analogie avec les mécanismes d’accroissement hyphal que nous avons exposés

plus haut, nous sommes tentée d’attribuer à ces corpuscules un rôle dans les synthèses pariétale et

cytoplasmique actives qui se déroulent au niveau du locus conidiogène. Nous retrouvons ici la dispo¬

sition typique d’un élément en voie de croissance, à savoir, de l’apex vers la base : des vésicules, des

mitochondries et du réticulum allongés puis les noyaux.

La jeune conidie est plurinucléée ; elle présente de nombreuses mitochondries et des vésicules

dispersées. Nous avons remarqué l’absence, dans cés éléments de conservation que constituent les

conidies, comme dans la phialide, de réserves habituelles telles que le glycogène ou les lipides (PL 17, fig. 1).

Source : MNHN, Paris

MARIE-FRANCE ROQUEBERT

Fig. 12. — Conidiogenèse chez Stilbothamnium nudipes.

A, B et C : Formation de la première conidie avec clivage de la couche pariétale C en Cl et C2 et rupture des couches

A et B. D et Ê : Formation de la deuxième conidie avec clivage de la couche C2 précédente en C'1 et C'2.

La couche Cl primaire forme une strate « résiduelle » à l’intérieur du col. A la différence de A. lamarii

( fi g. 11), on n’observe pas ici de couche lamellaire intermédiaire.

De l’ensemble des résultats précédents, il ressort une grande similitude de composition et d’orga¬

nisation entre un filament végétatif, la phialide et la conidie de Stilbothamnium nudipes. Cette dernière

ne présentant pas de structure liée à sa fonction peut être assimilée à un simple fragment de mycélium

destiné à la propagation. C’est, au sens propre du terme : une propagule.

Discussion

Préalablement à toute discussion sur nos résultats, rappelons la définition proposée par Ken-

drick (1971) et qui constitue le point de départ de toutes les recherches effectuées au cours des der¬

nières années.

La phialide est caractérisée par :

— un locus conidiogène fixe ;

— la néoformation de la paroi sporale ;

— la rupture de la paroi phialidique en un point plus ou moins éloigné de l’apex primaire,

sous la pression de la première conidie endogène.

Ces particularités ont été précisées en introduisant la notion d'entéroblastie, ce vocable désignant

toute conidiogenèse où la paroi de la cellule-mère ne participe pas (phialide) ou seulement partielle¬

ment (porospores) à l’édification de la paroi conidienne. Elle s’oppose à la formation holoblaslique

de conidies où l’intégralité de la paroi est impliquée dans la conidiogenèse.

Ces notions avaient été proposées en conclusion à des études essentiellement réalisées en micros¬

copie photonique. Depuis lors, elles furent reprises et discutées grâce à des analyses effectuées en

microscopie électronique. Elles ont porté sur divers types de matériel (phialides à conidies en têtes

ou en chaînes, avec ou sans collerette) et ont été diversement interprétées. Afin d’alléger l’exposé de

ces travaux depuis 1965, nous les avons consignés sous forme de tableau récapitulatif (Tableau 3).

En 1976, nous en avons proposé une synthèse dont nous reprendrons ici les principaux points

en y incluant les données nouvelles.

Source : MNHN, Paris

Tableau 3. — Revue bibliographique des principaux travaux effectués

sur la conidiogenèse phialidique.

Matériel

Auteurs

Année

Technique

Phoma-Ascochyta

Brewer J. G. et Boerema

G. H.

1965

M.E.T.

Pénicillium claviforme

Zachariah K. et

Fitz-James P. C.

1967

M.E.T.

Neurospura crassa

Lowry R. J. et al.

1967

M.E.T.

Aspergillus gi gante us

Tri.nci A. P. J. et al.

1968

M.E.T.

Neurospora crassa

Oulevey-Matikian N. et

Turian G.

1968

M.E.T.

Pénicillium, Phialophora,

Ceratocystis

Cole G. T. et Kendrick '

iV. B.

1969

M.O.

Pénicillium sp.

Laane M. A.

1969

M.O.

Thielaviopsis basicola

Delvecchio V. G. et al.

1969

M.E.T.

VerliciUium albo-atrum,

V. nigrescens

Pénicillium clavigerum

Buckley P. M. et al.

1969

M.O.,

M.E.T.

claviforme

Fletcher H. J.

1971

corymbiferum

Alelarrhizium anisopliae

Hammill T. M.

1972, a

M.E.T.

Aspergillus nidulans

Oliver P. T. P.

1972

M.E.T.

Stachybotrys alra

Campbell R.

1972

M.E.T.

Paecilomyces berlinensis

Ola’h G. M.

1972

M.E.T.

Slilbothamnium nudipes

Roquebert M.-F. et Abad

IE M.

1972

M.E.T.

Aspergillus tamarii

Roquebert M.-F.

1973

M.E.T.

Aspergillus fumigatus

Ghiorse W. C. et

Edwards M. R.

1973

M.E.T.

Termitaria synderi

Khan S. R. et Aldrich H. C.

1973

M.O.

1973

Aspergillus spp.

Tokunaga M. et al.

M.E.B.

Phialocephala dimorphospora

Carroll G. C et Carroll

F. E.

1974, b

M.E.T.

Trichoderma saturnisporum

Hammill T. M.

1974

M.E.T.

Phialophora richardsiae

Ola’h G. M. et Reisingeh

; 0.

1974

M.E.T.

Memnoniella echinala

Campbell R.

1975, a

M.E.T.

Fusarium culmorum

Marchant R.

1975

M.E.T.

Sporothrix, Exophiala,

Geotrichum, Microsporum

Cole G. T.

1976

M.O.

Aspergillus clavatus

Hanlin R. T.

1976

M.E.T.

Aspergillus terreus

Fletcher J.

1976

M.E.T.

Phoma pomorum etc...

Jones J. P.

1976

M.E.T.

forme Chalara de Ceratocystis

Hawes C. R. et Beckett

1977

M.O., M.E.T.

Pestalotiopsis neglecta

Jones J. P.

Reisinger 0.

1977

M.E.T.

Coniolhyrium cupressacearum

Morelet M.

Kiffer E.

1977

« Patterns of development

Cole G. T.

1979

M.E.T.,

in conidial fungi »

Samson R. A.

M.E.B.

Source : MNHN, Paris

MARIE-FRANCE ROQUEBERT

a) Bien que portant, comme nous l’avons dit, sur du matériel varié, l’ensemble des résultats

acquis à ce jour paraît confirmer un point fondamental : l'unité et la fixité du locus conidiogène dans

la phialide.

Qu’il s’agisse de phialides avec ou sans collerette, à conidies en chaînes ou en têtes, l’épaissis¬

sement pariétal du col qui résulte, selon nos recherches, de la stabilité du lieu de cloisonnement basal

de la conidie, est partout présent. Il provient de clivages répétés à un même niveau ; les couches A, B

et Cl successivement rompues se trouvent rejetées vers l’extérieur, l’ensemble formant le col de la

phialide. Nous pensons que cet épaississement annulaire et la fixité du locus conidiogène dont il découle,

caractérisent la phialide.

Toutefois, à côté de cette définition stricte de la phialide, on peut envisager une série évolu¬

tive au cours de laquelle le locus conidiogène perd plus ou moins sensiblement sa fixité. Un terme

précis de cette évolution est représenté par les annellides où la conidiogenèse s'effectue, chaque fois,

à un niveau différent, causant un allongement sensible de la cellule conidiogène (Hammill, 1971, 1973

et 1977). Par ailleurs, l’étude de la forme Chalara de Ceratocystis adiposa (Hawes et Beckett, 1977)

où les conidies se forment successivement et sont alignées à l’intérieur du col allongé de la phialide

(section IV (a) de Tubaki), révèle clairement l’absence d’unité du locus conidiogène et d’épaississe¬

ment local caractéristique. La convergence entre nos résultats et ceux des autres chercheurs concer¬

nant la fixité du locus conidiogène nous conduit à écarter ce type de conidiogenèse du groupe des

phialidés pour le rapprocher plutôt des arthroconidies méristématiques (type I, selon Kendrick,

1971).

b) Les rapports entre les parois conidiennes et phialidiques que nous observons correspondent,

iconographiquement, à ceux que publient les autres chercheurs. Cependant, nous sommes amenée à

interpréter différemment les documents.

En effet, la plupart des auteurs restent attachés à la conception organique propre de la phialide

(dérivant d’un sporocyste) et, en particulier, à la formation de la paroi conidienne de novo. Pour nous,

il y a formation de novo lorsque l’enveloppe sporale provient de synthèses particulières, effectuées

vraisemblablement à partir du réticulum, autour d’un territoire cytoplasmique nucléé comme par

exemple, lors de la formation des ascospores à l’intérieur de l’asque (Schrantz, 1970 ; Janex-Favre,

1978), ou des spores de Mucorales dans un sporocyste. Si l’on pouvait conclure, à partir de certaines

observations réalisées au microscope photonique, qu’un tel mécanisme puisse se produire de façon

réitérée à l’intérieur du col de la phialide, les documents que nous avons obtenus en microscopie élec¬

tronique montrent à l’évidence qu’il n’en est rien.

La paroi primaire de la conidie est un prolongement de la couche profonde de la phialide dont elle

est issue. Il y a toujours continuité pariétale et cytoplasmique entre le bourgeon sporal et la cellule conidio¬

gène. La phialioconidiogenèse n'implique pas d'autres mécanismes pariétaux que ceux qui interviennent

dans la morphogenèse hyphale.

La « néoformation » telle que la figurent Cole et Kendrick, 1969 et 1976 et Gams, 1978, implique

que celle-ci soit indépendante et se superpose à la formation du septum phialide-conidie. La succession

rapide de la formation des conidies entraînerait qu’à un moment donné, on observe dans le col de la

phialide, soit une formation septale asymétrique à 3 couches : 2 appartenant au septum et une au

bourgeon suivant (Gams 1978), soit un septum à 1 couche juxtaposé à une jeune paroi sporale (Mor¬

gan Jones, 1972). Aucun des documents publiés ne présente une telle formation. Partout, au contraire,

nous montrons la même symétrie septale et la même continuité interne de la phialide et de la conidie.

c) La formation de la première conidie par laquelle un rameau mycélien acquiert sa nature coni¬

diogène est une étape importante au point de Vue fonctionnel et morphologique. La faible différen¬

ciation des premiers stades de développement de la première conidie à l’apex de la phialide, telle que

nous l’avons décrite chez Aspergillus tamarii, explique la difficulté d’observation et le peu de docu¬

ments que l’on possède sur ce sujet (Ghiorse et al., 1972, Fletcher, 1976 et Hanlin, 1976). Ils cor¬

respondent, dans l’ensemble, au schéma que nous en avons donné : formation blastique d’un bourgeon

par accroissement préférentiel de la couche interne de la paroi phialidique. Nous nous gardons volontai-

Source : MNHN, Paris

PHÉNOMÈNES PARIÉTAUX AU COURS DE LA CONIDIOGENÈSE

rement d’employer le terme « holoblastique » puisque ce n’est pas ici la paroi conidiogène dans son

intégralité qui forme la première conidie mais seulement son constituant le plus interne, C.

d) La mise en évidence de la dépolarisation des organites cellulaires, en particulier celle des

vésicules cytoplasmiques qui perdent leur localisation strictement apicale, rejoint les observations

de Cole (1977) sur l’initiation de la conidiogenèse blastique. Ce remaniement local avait été suggéré

par Turian (1974) au cours de la transformation de l’hyphe végétative de Neurospora crassa en hyphe

conidiogène.

e) Les couches externes de la paroi phialidique, lorsqu’elles sont plastiques, peuvent accom¬

pagner assez longtemps le bourgeon sporal dans son développement (Carroll et Carroll, 1974, a).

De ce fait, le premier cloisonnement, qui fixe le locus conidiogène, s’étabbt bien en retrait de l’apex,

et les couches externes, finalement rompues, forment une collerette. Cette dernière est une formation

résiduelle qui persiste et reste observable au microscope lorsqu’elle est de nature rigide, dématiée par

exemple (Phialophora), tandis qu’elle se résorbe et tend à disparaître chez les champignons hyalins.

f) La cloison entre la phialide et la conidie de Aspergillus tamarii présente un pore longtemps

persistant dans la chaîne de spores. Il disparaît, par contre, rapidement chez Stilbothamnium nudipes.

En aucun cas nous n’y avons observé de corps de Woronine. Ce caractère a été rapporté par Carroll

et Carroll (1974, b) chez d’autres phialidés (Phialocephala dimorphospora). Les auteurs, suivis par

Cole (1979) proposent de faire de ce dernier fait une caractéristique de la phialide. Ils l’opposent ainsi,

en effet, à l’annellide où ces corpuscules sont régulièrement observés à l’orifice du pore conidien. Rappe¬

lant que ces observations sont faites sur des coupes dont il est parfois difficile de repérer le niveau

exact, il nous paraît hasardeux d’attribuer à un caractère négatif une valeur caractéristique pour un

type de cellule sporogène. Des observations plus nombreuses et des coupes sériées pourraient, seules,

justifier cette opinion.

g) La différenciation secondaire de la paroi conidienne peut être plus ou moins précoce. Chez Tri-

choderma salurnisporum (Hammill, 1974), elle suit immédiatement la formation de septum. De ce

fait, la paroi du bourgeon, très tôt différente de celle de la cellule-mère, a pu être interprétée comme

une néoformation. Les premiers stades de l’ontogénie en montrent bien, cependant, l’origine phiali¬

dique. Chez les Aspergillus et Pénicillium cette différenciation est, par contre, différée jusqu’en des

points éloignés de la chaîne, conférant ainsi longtemps à celle-ci l’aspect d’une hyphe (Fletcher,

1971 et 1976 ; Roquebert, 1973). Les résultats de Ghiorse (1973) obtenus sur Aspergillus fumigatus

se rapprocheraient plutôt de ceux que nous avons décrits chez Stilbothamnium nudipes où la désagré¬

gation plus rapide des chaînes résulte d’une faible différenciation pariétale de la conidie. Sur le plan

systématique, cette dernière constatation suggère que, au sein du groupe morphologique des Asper¬

gillus, il peut y avoir des entités différentes. A l’inverse, les travaux de Campbell (1972 et 1975) sur

Stachybotrys atra et Memnoniella echinata montrent qu’une différence morphologique sensible entre

deux organismes (conidies en têtes et en chaînes) recouvre deux ontogénies conidiennes comparables.

Dans un autre travail, nous avons analysé le mode de formation des phialoconidies en têtes

de la forme asexuée de Gnomonia leptostyla (Roquebert et Fayret, 1981). Nous avons regroupé

les données concernant les trois espèces étudiées dans le tableau 4.

Autour d’un schéma conidiogénétique commun (phialidique), nous voyons se différencier trois

types d’organisation plus ou moins élaborées et adaptées aux fonctions proprement conidiennes. On

ne saurait théoriquement exclure la possibilité d’un plus grand nombre de combinaisons autour de

ce schéma conidiogénétique fondamental.

La similitude relative des mécanismes pariétaux de la conidiogenèse phialidique et du développe¬

ment végétatif nous a conduite à une interprétation de la phialide différente de celle des autres cher¬

cheurs. La phialide est, pour nous, assimilable à un filament végétatif dont la croissance apicale cesse,

à un moment donné, en un point désormais fixé au niveau duquel se succèdent repousses et septations.

Le fonctionnement itératif du locus conidiogène, par la succession de cloisonnements qu’il implique,

cause au niveau du col, un épaississement caractéristique de la paroi.

Source : MNHN, Paris

MARIE-FRANCE ROQUEBERT

Tableau 4. — Comparaison des résultats concernant les modes de formation et de libération des

conidies des Aspergilus tamarii, Stilbothamnium nudipes et Gnomonia leptostyla.

A. tamarii

S. nudipes

G. leptostyla

Mode de bourgeonnement

blastique répétitif

‘1

Locus conidiogène

sub. septal (fixe)

Mode de cloisonnement

hyphal

hypal

Clivage septal

différé

légèrement différé

immédiat

1 -f

Niveau du clivage

médian

médian asymétrique

S -2

Différenciation

'ë >

de la paroi sporale

tardive

précoce

Structure de la paroi

différente

semblable

différente

Autour de ce schéma, toutes les variations de différenciation sont théoriquement possibles et

conduisent à la formation de conidies plus ou moins différentes de la phialide (et du mycélium) par

leur disposition et leur structure.

III. - MATURATION ET LIBÉRATION DES CONIDIES

La dispersion des spores mûres constitue une étape biologique fondamentale dans le cycle vital

du champignon. Nous étudierons donc en détail dans ce chapitre la différenciation secondaire de la

conidie, en revenant parfois, pour les préciser, sur quelques mécanismes décrits plus haut.

A. — Maturation des conidies

L’appareil conidien de Stilbothamnium nudipes et celui de Aspergillus tamarii présentent une

morphologie et un mode de conidiogenèse identiques.

Cependant, nous avons vu que, dans le premier cas, les conidies étaient disposées en chaînes

fragiles tandis que celles de Aspergillus tamarii restent unies les unes aux autres par un connectif

durable. L’analyse de l’évolution conidienne au sein de ces deux types de disposition caténée montre

qu’elles correspondent, en réalité, à deux modes de maturation différents.

Stilbothamnium nudipes.

Les conidies successives peuvent se détacher et devenir indépendantes de la phialide très vite

après leur individualisation, le plus souvent sous la poussée de la conidie sub-séquente.

L’observation des coupes au M.E.T. montre un clivage centripète précoce de la cloison suivi

de la différenciation d’une pellicule externe A sur les faces médianes du septum (PL 16, fig. 6). La

base de la conidie reste aplatie et présente, au M.E.B., un bourrelet circulaire qui résulte de la fracture

de la couche externe Cl et entoure un plateau central légèrement bombé (PI. 17, fig. 2 et 3). Ce dernier

Source : MNHN, Paris

PHÉNOMÈNES PARIÉTAUX AU COURS DE LA CONID IOGENÈSE

est marqué en son centre par une sorte d’ombilic au niveau du pore (PI. 17, fig. 4 et 5). Un bourrelet

cicatriciel annulaire correspondant est porté par le sommet de la conidie sous-jacente.

Les conidies ont une morphologie asymétrique. Elles sont renflées à la partie supérieure où la

paroi forme des ornementations profondes tandis que la partie basale, cylindrique et tronquée, ne

présente que des verrucosités de faible amplitude (PI. 17, fig. 1). A ce changement dans la profondeur

de l’ornementation correspond une légère différence dans l’épaisseur de la paroi qui s’amincit sensi¬

blement vers la base.

La paroi profonde (couche C) ne varie pas dans sa composition, du bourgeon conidien à la

conidie mûre. Seule son épaisseur se trouve accrue. Les techniques de coloration utilisées ne mettent

en évidence aucun constituant nouveau propre à la paroi conidienne et lui conférant un caractère ori¬

ginal par rapport à la paroi phialidique ou hyphale. La similitude de composition pariétale et cyto¬

plasmique constatée entre les hyphes végétatives (ou phialidiques) et les propagules, ainsi que l’absence

de réserves métaboliques (glycogène, lipides) dans ces dernières, nous conduit à assimiler ce type de

conidies à un fragment mycélien immédiatement détaché et apte à propager le champignon.

Aspergillus tamarii.

Nous allons voir que la disposition caténée des conidies d’ Aspergillus tamarii relève d’une autre

interprétation que celle de Stilbothamnium nudipes.

En effet, bien que d’ontogénie comparable, ces conidies subissent, secondairement, une matu¬

ration et une différenciation propres à leur fonction. L’analyse de la conidiogenèse nous a montré que

les territoires cytoplasmiques conidiens sont séparés par des cloisons similaires, au début, à des sep¬

tums hyphaux. Ces cloisons vont rapidement s’épaissir considérablement et acquérir une structure

lamellaire qui se prolonge latéralement autour de la conidie (PL 18, fig. 1 et 2). Au contact du plasma-

lemme de celle-ci, on distingue une couche homogène C2 qui va peu à peu s’épaissir aux dépens de

la couche lamellaire qui sera lysée graduellement (PL 18, fig. 1, 2). D’abord latérale et ponctuelle, cette

lyse progresse peu à peu vers les extrémités de la conidie. La structure lamellaire persiste cependant

dans les cloisons qui s’épaississent encore et forment ainsi le connectif à l’intérieur duquel subsiste un

canal (PL 18, fig. 2) qui n’est autre qu’un pore étiré. La communication entre les cytoplasmes succes¬

sifs est donc potentiellement continue.

Les résidus de la dégradation de la couche lamellaire dont l’existence n’a été que transitoire,

s’accumulent sous forme d’amas irréguliers, limités par la pellicule externe (PI. 18, fig. 1) qui constitue¬

ront les ornementations pariétales de la conidie.

Simultanément à cette dégradation extérieure se structure et se différencie, de l’intérieur, l’enve¬

loppe conidienne définitive. Elle débute par l’établissement, dans la couche C2, de deux types de for¬

mations vésiculaires également sensibles au test de Thiéry : les unes plus ou moins sphériques, groupées

à l’extérieur de replis du plasmalemme (PI. 13, fig. 1) ; les autres, aplaties parallèlement à la surface

de la membrane plasmique, parfois réunies entre elles par un liseré sombre (PI. 13, fig. 4) peuvent être

à l’origine de la fine strate observée à la base de l’enveloppe pariétale définitive.

Aux formations globuleuses du premier type (plasmalemmasomes), Marchant et Robards

(1968) attribuent un rôle dans le transport de matériel pariétal pour la synthèse des parois « secon¬

daires » chez les champignons.

Dans le cas de Aspergillus tamarii, leur disparition coïncide en effet avec la présence d’une nou¬

velle paroi conidienne nettement structurée. Celle-ci est finalement composée, de l’intérieur vers l’exté¬

rieur par : une très fine couche uniforme, lisse, polyssaccharidique, enfermant l’espace périplasmique,

puis une couche fondamentale (endospore) issue de la couche originelle C2, sombre, d’aspect strié

(PI. 18, fig. 2 et 4) limitée vers l’extérieur par une mince zone foncée d’apparence rigide. Elle forme

une sorte de coque homogène autour de la cellule conidienne. Recouvrant le tout d’une façon assez

lâche, on observe enfin la pellicule externe repliée en digitations qui, finalement, semblent vidées de

tout contenu résiduel de la couche lamellaire. Cette ultime pellicule se poursuit sur le connectif, assu¬

rant la cohésion prolongée des chaînes de spores mûres (PL 18, fig. 2). Notons enfin que, pour chaque

spore, la différenciation s’effectue de façon basipète, la zone pariétale contiguë au connectif (PL 18,

Source : MNHN, Paris

MARIE-FRANCE ROQUEBERT

fig. 2) n’étant atteinte que la dernière. Les étapes successives de la maturation du bourgeon sporal

en conidie mûre se déroulent durant le temps de formation d’une chaîne de quatre conidies environ.

Les documents photographiques du microscope électronique ne nous ont pas permis de visua¬

liser le moment de synthèse des pigments conidiens ni leur localisation exacte dans les parois sporales

d’Aspergillus tamarii et Stilbothamnium nudipes. Les observations effectuées en microscopie photo¬

nique autorisent à penser qu’elle s’effectue dans des spores ayant déjà atteint un certain degré de

maturation puisque les premières conidies d’une chaîne sont hyalines. La pigmentation progressive

doit donc suivre la différenciation pariétale.

Chez ces deux champignons à conidies caténées, les spores sont, dans la plupart des cas, pluri-

nuclées et nous avons, à plusieurs reprises, observé deux noyaux migrant simultanément dans l’ébauche

conidienne, sans avoir pu localiser de figures de division dans le corps de la phialide.

La différenciation des parois dans le cas de Aspergillus tamarii, s’accompagne d’une accumu¬

lation de réserves métaboliques (glycogène et lipides) que l’on ne trouve pas chez Stilbothamnium

nudipes.

B. — Libération des conidies

La libération des conidies est consécutive au clivage ou à la désagrégation du septum qui les

sépare. Nous avons vu qu’elle pouvait s’effectuer dès la sortie de la phialide ou plus tardivement. Dans

cette situation, les séries de conidies peuvent être soumises, en plus de la poussée provenant de la

conidie suivante, à des pressions externes qui tendent à les dissocier plus ou moins rapidement selon

l’état de résistance du connectif.

Chez Stilbothamnium nudipes, la séparation s’effectue au niveau du sillon médian, dans une

zone de faiblesse naturelle. Elle peut donc résulter principalement d’une action mécanique.

La lente désagrégation du connectif des chaînes de Aspergillus tamarii semble résulter d’un

processus quelque peu différent. Aux stades finaux, il peut y avoir une sorte de tension entre les coni¬

dies internes à paroi rigide et leur enveloppe connective plus ou moins désagrégée au cours de la matu¬

ration. Il paraît douteux que des substances enzymatiques, venues du cytoplasme, puissent traverser

la coque sporale et gagner les couches externes connectives. Il s’agirait plutôt d’une autolyse des

strates qui se trouvent séparées du cytoplasme et réduites à l’état résiduel. Le déséquilibre entre ce

connectif désorganisé et la série de spores mûres, plus fermes, pourrait ainsi causer la cassure de la

chaîne en réponse aux facteurs dissociants externes.

Discussion

L’étude comparée de la différenciation conidienne des deux champignons montre qu’à un type

de conidiogenèse homologue, correspondent deux modes de libération et de maturation conidiennes :

disposition caténée ou globuleuse, libération rapide ou différée des éléments de la chaîne et, enfin,

maturation lente ou immédiate de la paroi conidienne (cf. tableau 4).

Dans le cas de Stilbothamnium nudipes, le clivage se produit par « schizolyse » (Hughes, 1971),

c’est-à-dire par désagrégation progressive vers l’intérieur du sillon, de telle sorte que la moitié supé¬

rieure du septum forme la base de la conidie tandis que la moitié inférieure couvrira le sommet du

bourgeon suivant.

Un tel mode de clivage est assez fréquent et a été décrit par Campbell (1972) ; Hammill (1972

et 1974) ; Ola’h et Reisinger (1974) et Hanlin (1976), chez plusieurs Hyphomycètes phialidés. Il

débute dès la sortie du col de la phialide et devient complet au-delà de deux conidies. Hanlin (1976)

et Ghiorse et Edwards (1977) décrivent un mode de séparation de ce type chez les Aspergillus, clava-

tus et fumigatus.

Pour Aspergillus tamarii comme pour les autres Aspergillus et Pénicillium dont les chaînes

présentent un connectif, il n’y a pas à proprement parler de clivage du septum mais plutôt un étire¬

ment et une désagrégation finale qui cause la libération des conidies.

Source : MNHN, Paris

PHÉNOMÈNES PARIÉTAUX AU COURS DE LA CONIDIOGENÈSE

Au cours de leur maturation, les conidies de S. nudipes ne subissent pas de modifications sensibles,

au moins décelables microscopiquement. Ceci rejoint les observations de Ghiorse (1973) sur Asper-

gillus fumigalus. A cette maturation quasi immédiate correspond une libération rapide.

Par contre, la persistance des chaînes d ’Aspergillus tamarii s’accompagne d’un remaniement

presque complet de la paroi conidienne et d’une évolution cytologique notable des réserves. On assiste

à une véritable restructuration de la paroi. Fletcher (1971) a pu mettre en évidence une enveloppe

néoformée dans le cas de trois Pénicillium à chaînes persistantes (P. clavigerum, P. claviforme et corym-

biferum), mais sans en analyser l’élaboration. D’assez nombreux travaux ont porté sur l’analyse de

la paroi des Aspergillus (Mangenot et Reisinger, 1976 et Smith et al., 1976). Les résultats sont sou¬

vent divergents car ils portent sur une seule étape de la maturation sporale et ne tiennent pas compte

de l’évolution progressive du matériel. Dans tous ces cas, l’analyse pariétale dés conidies mûres con¬

duit cependant à un dénombrement de strates voisin de celui que nous avons décrit pour Aspergillus

tamarii : une pellicule externe, ou ectospore, formant des replis autour de la périspore d’origine résiduelle

ou s’appliquant étroitement, par endroits, à 1 ’épispore, formation relativement dense limitée vers l’inté¬

rieur par la très fine cndospore. La périspore, de structure hétérogène, provient de la coude Cli ; elle

est d’épaisseur irrégulière et constitue les ornementations limitées par les replis de l’ectospore, homo¬

logue des couches externes A et B, tandis que l’épispore provient de C2.

Mangenot et Reisinger (1976) ont montré la labilité des formations extérieures (pellicule

et zone sous pelliculaire) en milieu aqueux où elles peuvent aller jusqu’à disparaître complètement.

La sensibilité des composants externes du mycélium végétatif, telle que nous l’avons mise en évidence

par ailleurs (Roquebert, 1981), se retrouverait donc au niveau de la paroi conidienne. Avec ces

auteurs nous pouvons conclure que, pour une espèce donnée, l’aspect de l’ornementation peut être

sensible aux conditions d’hygrométrie du milieu.

En conclusion, l’analyse de la différenciation et du fonctionnement de l’appareil conidien, suivie

chez Aspergillus tamarii et Stilbothamnium nudipes, met en évidence un ensemble de phénomènes

qui caractérisent également l’appareil végétatif : croissance apicale, ramification et cloisonnement.

La comparaison de l’évolution pariétale des deux appareils montre ainsi que, en réalité, il n existe

pas, dans les exemples étudiés, de mécanisme propre à la morphogenèse conidienne.

En outre, nous avons vu que tous les stades de morphogenèse végétative et reproductrice

reposent, fondamentalement, chez les Hyphomycètes phialidés, sur l'aptitude que possède une strate

interne de la couche profonde C, à s'accroître vers l'extérieur ou l'intérieur de la cellule, indépendamment

des couches externes. Dans le cas d’une prolifération externe, la protubérance ainsi dégagée est d’abord

enveloppée d’une paroi issue de l’extension de la partie interne de la couche C. Les composants A et B

s’y reconstitueront et elle sera, à son tour, susceptible d’être le siège d’un clivage longitudinal analogue

à celui qui lui a donné naissance.

La combinaison mutuelle des trois mécanismes de base (accroissement apical, septation et

ramification) ou leur suppression, leur reprise, leur localisation, leur répétitivité constituent théori¬

quement une gamme potentielle très étendue de processus conidiogénétiques variés.

Les types de phialoconidiogenèse étudiés montrent que le phénomène se déroule suivant trois

phases principales : genèse, libération et maturation de la conidie.

La genèse, au sens strict, correspond à l’extrusion d’un bourgeon cytoplasmique à partir d'une

cellule distincte du mycélim végétatif qui la porte, et à son individualisation par la formation d’une

cloison. L'élément ainsi délimité est d’abord peu différent d’un fragment hyphal.

La continuité pariétale qui existe entre la phialide et la jeune conidie nous conduit à rejeter

le terme de formation « de novo » appliqué exclusivement à la paroi des phialoconidies.

La composition symétrique du septum et la communauté d’origine entre l’enveloppe sporale

et la paroi phialidique sont nettement visibles sur tous les documents.

La jeune conidie devient indépendante de la phialide par suite du clivage du septum. Cette

séparation des lames septales ne se produit pas, normalement, dans le mycélium végétatif ; elle cons¬

titue donc l'étape décisive, caractéristique de l'état conidien. Nous rencontrons là, pour la première fois

un mécanisme qui ne s’exprimait pas dans le mycélium végétatif.

Il s’agit d’un clivage symétrique dans le cas de Stilbothamnium nudipes et d’une dcsagréga-

Source : MNHN, Paris

MARIE-FRANCE ROQUEBERT

tion sans clivage pour Aspergillus tamarii. Dans ce dernier cas, la persistance septale confère à la chaîne

conidienne un aspect comparable à une hyphe mycélienne à l’intérieur de laquelle s’effectue la matu¬

ration conidienne, selon un processus basipète.

Une autre particularité distingue les cellules reproductrices de leurs homologues végétatives :

leur possibilité de bourgeonnement et de cloisonnement répétitifs en un même lieu. C'est précisément cette

aptitude qui définit, pour nous, le mode de sporogenèse phialidique. Elle détermine la formation de l’épais¬

sissement pariétal du col de la cellule, dont la structure lamellaire caractéristique résulte de l’apposi¬

tion successive de nouvelles couches C latérales, au fur et à mesure que sont individualisées les conidies.

Nous avons vu que ce mode conidiogénétique précis est plus résistant que la morphologie du

conidiome aux variations culturales (Roquebert et Fayret, 1981). La similitude d’architecture et de

comportement pariétal entre les appareils végétatif et reproducteur suggère que les changements de

structure mycélienne, en réponse au vieillissement ou à l’humidité élevée par exemple, peuvent se

retrouver dans les rameaux fertiles et modifier ainsi la traduction morphogénétique de la fonction

conidienne.

En résumé, la dynamique de la conidiogenèse phialidique ne diffère pas fondamentalement de

celle d’une hyphe végétative et répond aux mêmes mécanismes cytologiques. Seule la répartition

alternée, en un point fixé, du processus blastique et du cloisonnement peuvent caractériser la phase

reproductrice phialidique. Sur le plan structural, la spore peut présenter des degrés de différenciation

plus ou moins profonds ou précoces par rapport à la cellule dont elle est issue.

La plasticité des parois des Hyphomycètes, au plan structural comme au plan dynamique,

apparaît donc comme un caractère fondamental du groupe, potentiellement très riche en modes de

propagation et en morphologies variées.

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PHÉNOMÈNES PARIÉTAUX AU COURS DE

CONIDIOGENÈSE

TROISIÈME PARTIE

FORMATION DES CONIDIES EN CHAÎNES ACROPÈTES

ET FONCTIONNEMENT

DES CONIDIOPHORES À CROISSANCE INDÉTERMINÉE

Le fonctionnement itératif d’une phialide d ’Aspergillus conduit à la formation d’une chaîne

conidienne à développement basipète. La disposition caténée est fréquente chez les Hyphomycètes

où elle peut cependant résulter de modes d’ontogénie différents : phialoconidies de Pénicillium, Asper-

gillus, poroconidies d 'Alternaria, arthroconidies méristématiques d 'Erysiphe.

Afin de justifier l’application à la systématique de tels groupements Subramanian en 1972

proposa de distinguer, selon leur composition, les « vraies » des « fausses » chaînes. Parmi les premières

il place par exemple, les Cladosporium, Acrosporium (Erysiphe), Aspergillus, Amblyosporium et Aient-

moniella. Résultant de conidiogenèses différentes, ces chaînes acropètes ou basipètes ont, selon l’auteur,

la particularité commune de présenter une succession de conidies à plusieurs stades de développement

et de maturité et qui conservent entre elles une certaine continuité pariétale. La vraie chaîne constitue

pour lui un ensemble dont les éléments s’individualisent lentement. La fausse chaîne est toujours

labile, constituée de propagules indépendantes superposées. Elle se rencontre essentiellement chez les

annelidés et chez les phialidés, tous deux à conidiogenèse toujours basipète ( Gliocladium, Paecilomyces,

Mariannea, une partie des Aspergillus). Ainsi, l’un ou l’autre des deux types de chaînes peuvent,

selon les genres et même les espèces, résulter d’une conidiogenèse phialidique.

Cependant, la distinction entre vraies et fausses chaînes devait, à la suite d’observations appro¬

fondies, être remise en question. Campbell (1975, a) a pu révéler l’absence de différences structurales

entre les fragiles chaînes conidiennes de Memnoniella echinala (vraies chaînes sensu Subramanian) et

les têtes globuleuses de Stachybolrys atra. Par ailleurs, au sein du même groupe Aspergillus coexistent,

comme nous l’avons montré dans les pages précédentes, au moins deux types de composition des

chaînes : simple juxtaposition dans le cas d 'Aspergillus fumigatus (Ghiorse et Edwards, 1973) et

Stilbothamnium nudipes, ou maturation lente et union par un connectif durable pour A. tamarii et

A. niger (Tanaka et Yanagita, 1963).

En réalité, notre étude a montré que la notion de continuité pariétale prolongée entre les coni¬

dies de la chaîne paraît un caractère descriptif valable. Nous adoptons volontiers la séparation que

propose Gams (1978) pour les phialo-conidies en « connected chains » à connectif persistant (caracté¬

ristique des Trichomaceae Fischer sensu Malloch et Caïn (1972)) et « disconnected chains », formes

conidiennes des Hypocreaceae, Sphaeriaceae et Chaetomiaceae. Cette distinction est étayée non seu¬

lement par la nature des composants des chaînes mais par leur correspondance téléomorphique.

Il nous semble par contre plus difficile de regrouper dans un même ensemble, des chaînes de

phialoconidies émises en succession basipète, telles que celle des Aspergillus, et les blastoconidies

bourgeonnées de façon acropète de Cladosporium par exemple.

La notion de polarité d’accroissement de la chaîne constitue sans aucun doute un élément

fondamental dans la compréhension de la conidiogenèse et son utilisation à des fins systématiques.

Source : MNHN, Paris

MARIE-FRANCE ROQUEBERT

Outre l’intérêt d’une étude comparée des chaînes à développement acropète et basipète, nous

avons pu ainsi aborder la question de la genèse entéro- et holoblastique. En effet, ces termes proposés

par Kendrick (1971), constituent aujourd’hui la coupure fondamentale généralement acceptée et

utilisée par les spécialistes des Hyphomycètes. Selon les recommandations du Congrès de Kananaskis

(Kendrick, 1971), « lorsque les couches externes de la paroi des cellules sporogènes ne participent pas

à l’édification de la paroi sporale, la conidiogenèse est dite entéroblastique. Par contre, si l’intégralité

de la paroi de la cellule sporogène est impliquée dans la formation de la paroi sporale, la conidiogenèse

est dite holoblastique ».

Après l’analyse du comportement pariétal lors de la conidiogenèse phialidique (dite entéro¬

blastique) à locus conidiogène fixe, nous aborderons donc, dans cette partie de notre étude, les méca¬

nismes qui conduisent à la formation d’une chaîne conidienne acropète dite holoblastique, à locus

conidiogène mobile.

Nous avons donc entrepris, dans la troisième partie de ce travail, l’analyse des modalités du

fonctionnement conidiogène chez deux espèces de Clasdosporium.

A. — Définition du genre Cladosporium Link ex Fr.

Les Cladosporium, genre très vaste et cosmopolite, sont définis par leur mode de multiplication

conidienne blastique ; par ailleurs, le conidiophore peut proliférer pendant la formation des conidies

successives.

Leur grande diversité de forme, de taille et d’ornementation sporales ainsi que leur polyphagie

expliquent la difficulté de cerner, de manière précise, les caractères du groupe jusqu’à la publication

de la monographie de De Vries en 1952.

Un court rappel historique, en permettant de suivre l’évolution de la conception du genre,

met en évidence les aspects morphologiques et les diverses phases du développement qui ont successi¬

vement permis de la caractériser.

La diagnose originale donnée par Link en 1816 (C. herbarum), faisait état d’un « thalle dressé,

simple ou ramifié, se transformant en conidies par l’apex ». Fries (1829) devait préciser la disposition

relative des « sporidies » entre elles, « en chaînes disposées comme des branches dont les articles se

transforment ensuite en sporidies simples ». En 1850, Fresenius décrivait un nouveau champignon :

Pénicillium cladosporioides dont il soulignait la ressemblance avec Cladosporium herbarum Link « coni-

diophores non ramifiés ou avec une branche en dessous de l’apex sporulant, bruns, irrégulièrement

cloisonnés, dressés, portant à l’apex une ou plusieurs cellules allongées au sommet desquelles sont

situées, à leur tour, des chaînes de spores ramifiées dichotomiquement. Les cellules les plus longues

présentent quelquefois un septum ». Le nom de Pénicillium donné à ce champignon montre que l’auteur

centre son observation, non sur la formation apicale des conidies, mais sur le mode de ramification

des chaînes et sur la présence de cellules basales allongées, parfois cloisonnées, portées par le sommet

du conidiophore. A ces dernières il a parfois été donné le nom de sterigmala.

Avec la pratique des cultures de champignon (1860 environ), l’analyse méthodique du fonction¬

nement conidiogène et de maturation des spores devait conduire à une interprétation plus précise

de l’appareil conidien des Cladosporium. Loew (1869) décrit très clairement la morphologie et le déve¬

loppement de l’espèce de Fresenius actuellement connue sous le nom de Cladosporium cladosporioides.

En 1894, Janczewski attire l’attention sur la morphologie particulière du conidiophore de Cladospo¬

rium herbarum qui continue de s’accroître après l’émission de chaque spore et prend ainsi un aspect

caractéristique, en sympode. Ainsi, au cours du temps, les caractères morphologiques et conidiogéné-

tiques des Cladosporium ont été observés successivement. De Vries ( loc. cit.) tient compte de tous ces

éléments pour établir une diagnose précise du genre qui met en évidence la formation des conidies par

bourgeonnements successifs produisant des chaînes ramifiées « au sommet géniculé ou noduleux du

conidiophore ».

La méthodologie actuelle appliquée à la description du conidiome conduit Ellis (1971) à complé¬

ter la diagnose fondamentale par des indications concernant la genèse des conidies à partir du coni-

Source : MNHN, Paris

PHÉNOMÈNES PARIÉTAUX AU COURS DE LA CONIDIOGENÈSE

diophore. Il considère les cellules conidiogènes comme polyblastiques, c’est-à-dire capables de donner,

en plusieurs points, par bourgeonnement, des conidies dont la paroi est continue avec leur propre

paroi (holoblastiques). Dans cette conception moderne de la systématique du genre, la formation acro-

pète des conidies n’est plus que secondairement évoquée par le qualificatif « d’acropleurogène » intro¬

duit par De Vhies.

Il nous paraît que l’aptitude des Cladosporium à donner des conidies simultanément à plusieurs

niveaux, par le jeu du bourgeonnement acropleurogène et, éventuellement, de l’accroissement sympodial

du conidiophore, est un fait intéressant. Cette faculté se rencontre dans d’autres genres de champi¬

gnons ( Allernaria, Ulocladium etc...). La pluralité des loci conidiogènes et leur mobilité contrastent

avec la stabilité observée dans les phialides d ’Aspergillus.

Nous nous proposons donc d’observer les étapes successives de ces deux phases de la conidio-

genèse dont nous comparerons les mécanismes entre eux, et avec les résultats précédents.

B. — Observation des phases conidiogènes

1) Observation en microscopie photonique.

Observées en culture, les deux souches de Cladosporium : C. herbarum et C. cladosporioides

offrent un aspect et une vitesse de croissance tout à fait comparables.

Sur Malt-Agar à 1,5 % elles ont un développement modéré puisque les colonies atteignent

environ 3 à 4 centimètres au bout de 10 jours de culture. Elles ont un aspect homogène, velouté, une

texture serrée et sporulent uniformément sur toute la surface, la marge mycélienne végétative péri¬

phérique n’occupant qu’une étroite zone de 1 à 2 mm. Elles sont de couleur vert olive à brun-vert

avec un revers noirâtre. Le feutrage de mycélium aérien qui caractérise la plupart des souches de

C. herbarum, n’apparaît pas dans ce clone.

Les premières figures de sporulation apparaissent après 36 heures environ de développement

végétatif de l’inoculum.

A ce stade, les filaments fertiles ne sont pas, optiquement, différents de l’hyphe qui les porte

et dont ils sont séparés par une cloison. Une septation intercalaire y délimite une cellule apicale sporo-

gène et une cellule basale. Une première conidie allongée se forme à l’apex et exprime le caractère

fertile de cette hyphe. Soixante minutes plus tard, une repousse latérale prend naissance juste en des¬

sous de la spore axiale. Elle progresse et s’élargit elle-même en ébauche sporale nettement distincte

au bout de 1 heure à 1 heure et demie. Dans le même temps, une deuxième conidie s’est formée au

sommet de la première.

Le bourgeonnement latéral du conidiophore précède, chez Cladosporium cladosporioides, la

formation des conidies de deuxième ordre.

Nous avons vu qu’en conditions de culture aérées, un développement végétatif de 36 heures

précédait la formation des premiers éléments fertiles. En chambre humide, l’observation des premiers

stades de développement d’une culture de Cladosporium cladosporioides montre que la sporulation

autour d’un implantât massif débute précocement, à peine 24 heures après la mise en incubation,

sans développement végétatif visible. On distingue ensuite, immédiatement autour de l’inoculum,

des conidiophores nettement différenciés portant une arborescence terminale formée de chaînes de 3

à 4 conidies.

D’autre part, un ensemencement par suspension de spores en milieu liquide montre que celles-ci

sont capables, en germant, de redonner directement soit une ou plusieurs spores filles, d’aspect levu-

roïde (PI. 20, fig. 5 et 6), soit un conidiophore court porteur de chaînes conidiennes plus ou moins

ramifiées. Une morphologie normale, c’est-à-dire avec mycélium végétatif porteur de conidiophores,

se rétablit cependant après quelques jours de développement.

Les variations de conditions de culture peuvent donc entraîner des modifications dans le dérou¬

lement du cycle conidiogène de Cladosporium cladosporioides, la phase mycélienne végétative se trou¬

vant, dans certains cas, considérablement réduite et parfois même supprimée. Cette sensibilité aux

Source : MNHN, Paris

MARIE-FRANCE ROQUEBERT

conditions externes souligne la plasticité morphologique et fonctionnelle de ces organismes en réponse

à des environnements divers. Le terme extrême de réduction du mycélium est une phase levuriforme

qui suggère une similitude entre le développement blastique des conidies de Cladosporium et le bour¬

geonnement des Levures.

La connaissance de ces formes culturales ajoutée aux variations de structure externe des parois

selon l’hygrométrie du milieu, nous a conduite à n’utiliser, pour l’étude ultrastructurale, que du maté¬

riel frais, directement prélevé sur l’hôte. En observant ainsi le champignon dans ses conditions natu¬

relles de développement, nous pensons obtenir des documents qui reflètent, au plus près, la réalité

biologique.

2) Observation en microscopie électronique.

a) Conidiogenèse acropète.

La formation acropète des conidies de Cladosporium suppose qu’elles prennent naissance à

partir de cellules conidiennes jeunes, donc à paroi faiblement différenciée. La première conidie formée

à l’apex du conidiophore a une enveloppe pariétale où l’on retrouve les composants fondamentaux

précédemment décrits. La couche profonde C est hyaline et homogène, d’épaisseur et de profil uni¬

formes. Vers l’extérieur, elle est bordée par une couche B dématiée plus mince ne présentant que de

légères aspérités de surface, peu marquées, parfois nulles. L’ensemble est limité par la pellicule externe A.

La conidie suivante s’ébauche à la faveur d’un affaiblissement local de la paroi, suivi d’un éti¬

rement des composants pariétaux situés à l’endroit du bourgeonnement.

Nous avons pu observer les premiers stades de la poussée du bourgeon conidien (PI. 19, fig. 2

à 5) : le cytoplasme et le plamalemme qui l’entoure forment une boursouflure latérale recouverte de

la couche profonde qui s’amincit par étirement. Les couches externes mélanisées sont rompues et

s’écartent sous l’effet de cette poussée (PI. 19, fig. 5). La partie de la couche profonde ainsi dénudée

est presque immédiatement protégée par la reconstitution d’une mince couche externe mélanisée. Cette

reconstitution extrêmement rapide des composants externes, explique l’apparente continuité pariétale

observée entre les conidies-mère et fille (PI. 19, fig. 3 et 4). Seul un amincissement sensible de l’ensemble,

localisé entre deux éléments conidiens au point d’émergence de la cellule-fille, traduit la nature endo¬

gène de cette formation.

Au fur et à mesure qu’elle se développe, les organites cytoplasmiques y migrent et l’ébauche

conidienne acquiert une paroi complète, ornementée (PI. 19, fig. 4).

Lorsqu’elle a atteint la taille et la structure d’une conidie adulte, elle est individualisée par

une cloison qui s’effectue dans la zone amincie entre les deux éléments sporaux. Il s’agit d’un septum

perforé typique à deux couches symétriques dont l’évolution et la structure déterminent le comporte¬

ment ultérieur des éléments ainsi séparés. Une mélanisation précoce et intense de ces deux lames

constitue le phénomène caractéristique de cette évolution. Elle se produit non seulement dans la zone

contiguë au sillon médian mais gagne latéralement vers les corps cellulaires le long de la strate pariétale

interne Cl. Ainsi se forment deux cupules symétriques, opposées, appliquées d’une part à la base de

la conidie-fille et d’autre part au sommet de la conidie-mère. L’hétérogénéité structurale du septum

que cause cette mélanisation profonde entraîne une désintégration rapide des composants externes

qui explique la fragilité des chaînes de Cladosporium.

Avec l’âge de la conidie, l’ornementation sporale évolue, surtout chez Cladosporium herbarum.

(PI. 23, fig. 2). Entre la couche profonde hyaline C2 et les couches externes A et B se distingue une

nouvelle strate pigmentée de façon hétérogène, séparée de l’enveloppe externe par une strate plus

claire Cl. La couche externe B, densément mélanisée, émet des protubérances en forme d’épines dis¬

tinctes, dont l’épaisseur va jusqu’à 500 Â, enveloppées par la pellicule externe.

Nous assistons à un type de différenciation pariétale comparable à celui que nous avons rencon¬

tré chez Aspergiüus tamarii : une nouvelle strate protectrice homogène, 1 ’endospore, se différencie à

partir de la couche profonde, repoussant vers l’extérieur les constituants de la paroi primaire : la

strate Cl, hyaline, uniforme et B et A qui constituent les ornementations.

Source : MNHN, Paris

PHÉNOMÈNES PARIÉTAUX AU COURS DE LA CONIDIOGENÈSE

Une différence d’amplitude dans l’ornementation sporale peut être observée sur une même

ramo-conidie (PI. 21, fig. 2). Nous avons pu, en effet, y distinguer une partie apicale presque lisse et

une partie basale séparée par une cloison, fortement ornementée. En milieu liquide enfin, l’ornemen¬

tation s’estompe par suite du gonflement de la couche externe mélanisée (PI. 23, fig. 4).

L’autonomie complète et précoce des conidies de Cladosporium contraste avec la longue dépen¬

dance et la maturation lente des conidies en chaînes basipètes d'Aspergillus tamarii. Nous sommes

tentée d’y voir une relation avec l’aptitude conidiogénétique que possède chaque conidie qui fonc¬

tionne, ici, pour son propre compte, indépendamment de toute relation avec la cellule conidiogène

initiale.

La différenciation et la pigmentation rapides des lames septales et de leurs prolongements

latéraux ainsi que la fermeture par un corps de Woronine semblent faire de chaque compartiment

ainsi isolé un élément indépendant coupé de toute relation avec la cellule dont il provient. Cette bar¬

rière apicale peut expliquer en partie la déviation latérale du sens d’accroissement du conidiophore.

Les conidies de Cladosporium herbarum et cladosporioides ont régulièrement un seul noyau central

par cellule. Elles possèdent des réserves de glycogène et de lipides en abondance ; ces dernières sont

surtout localisées aux extrémités des cellules.

Comme leur mode de formation le laisse présager, les conidies apicales présentent une seule

cicatrice tandis que les autres en ont une à chaque extrémité. Certaines conidies (ramo-conidies), à

la base de la chaîne, sont nettement plus allongées que leurs homologues. Elles sont alors souvent

cloisonnées et portent deux cicatrices apicales. L’observation de ces dernières montre qu’elles se situent

à deux niveaux différents, les constituants de la seconde (PI. 21, fig. 2) se trouvant en continuité avec

une strate interne de la couche inférieure du septum qui la précède.

La rapidité d’édification des composants externes de la nouvelle paroi est tout à fait caracté¬

ristique du type de conidiogenèse blastique.

b) Fonctionnement des conidiophores.

Cladosporium herbarum.

Les conidiophores de C. herbarum sont des filaments dressés, cloisonnés et mélanisés. Leur

paroi, dans les parties jeunes situées vers l’apex, ne diffère pas sensiblement de celle des hyphes déma-

tiées ; on y retrouve les strates constitutives A, B et C. La mélanisation y reste limitée aux couches

externes A et B (PI. 21, fig. 1).

Dans les parties âgées, par contre, on assiste à une progression considérable de la pigmentation

dans la couche profonde C. Celle-ci est peu à peu envahie par des granules mélaniques dont la densité

décroît vers le cytoplasme cellulaire. Leur répartition le long des fibres longitudinales constitutives

souligne la disposition relative des strates pariétales (PI. 22).

Une strate hyaline relativement mince persiste toujours entre les enveloppes externes pigmen¬

tées, A, B et Cl et le plasmalemme. Elle participe à la formation des cloisons internes qui restent apig-

mentées, à l’exception de quelques corpuscules mélaniques au niveau du sillon médian. L’établisse¬

ment d’une cloison, en position sub-apicale, détermine la formation d’une cellule terminale au niveau

de laquelle s’effectue la conidiogenèse.

Le sommet de cette cellule, comme tout apex en voie de croissance, possède une paroi faible¬

ment mélanisée relativement plastique, que la protubérance cytoplasmique repoussera sans peine

(PI. 21, fig. 1). Au cours de ce mouvement vers l’extérieur du corps cellulaire, l’ébauche conidienne

est entourée d’une enveloppe pariétale en continuité avec la couche C et dont les composants externes

propres se reconstituent rapidement (PI. 21, fig. 1). La conidie est ensuite individualisée par un sep¬

tum typique à deux couches symétriques. Celles-ci seront mélanisées dans leurs strates contiguës au

sillon médian et formeront deux cupules opposées visibles, d’une part sur le conidiophore, et d’autre

part à la base de la conidie. A la libération de celle-ci, les bords des cupules s’appliquent contre les

composants pariétaux à la limite du septum et les doublent intérieurement sur une certaine longueur

(PI. 21, fig. 1).

Source : MNHN, Paris

MARIE-FRANCE ROQUEBERT

Le détachement de la spore laisse voir, au sommet du conidiophore, un épaississement annu¬

laire entourant un plateau lisse, légèrement bombé, percé en son centre par l’orifice septal (PI. 21,

fig. 1 et PI. 20, fig. 2). L’observation des coupes à ce niveau montre que les composants de l’anneau

sont en continuité avec les couches externes A et B de la paroi du conidiophore, tandis que le plateau

central, couche inférieure du septum, s’insinue latéralement dans la couche profonde. Un corps de

Woronine obstrue le pore de la cloison. Une cicatrice symétrique s’observe à la base de la conidie.

Ce cloisonnement, ontogéniquement comparable à celui que nous avons décrit lors de la conidioge-

gène phialidique, ne se renouvellera pas en ce lieu.

Après l’émission de la conidie apicale, le sommet du filament étant obturé par la partie infé¬

rieure de la cloison conidienne, l’activité méristématique se déplace latéralement et développe un nouvel

apex. En effet, dans le cas de Cladosporium herbarum, la reprise de croissance de la cellule conidiogène

va s’effectuer non pas dans l’axe de la première conidie, mais latéralement. Nous supposons que, au

sommet du conidiophore, la barrière constituée par la cupule septale épaisse et mélanisée, dont le pore

est obturé, constitue un obstacle à la progression axiale percurrente. Celle-ci peut alors se faire en un

point où la paroi, relativement moins différenciée, offre une résistance moindre aux actions enzyma¬

tiques préliminaires à la reprise d’activité. Les zones latérales immédiatement en retrait de l’apex

ont cette propriété. D’abord horizontale (PL 21, fig. 1), la repousse tend à devenir verticale, rejetant

sur le côté les vestiges .de la conidiogenèse précédente.

Nous avons pu observer que la paroi du nouvel apex latéral est un prolongement de la couche

basale, hyaline, du septum conidien d’une part et de la paroi latérale du conidiophore d’autre part

(PI. 21, fig. 1). Nous retrouvons ici le même type de formation latérale que celui que nous avons décrit

chez Penicilliopsis dichotomus.

La mélanisation qui accompagne la formation des strates pariétales dans le conidiophore âgé,

en souligne la disposition relative et nous a ainsi permis d’en étudier la dynamique.

L’observation des photos (PL 22, fig. 1, 2 et 3) révèle clairement le développement de ces couches

endogènes superposées avec, au niveau de chaque cicatrice d’insertion conidienne, la rupture des strates

externes mélanisées. Elles sont d’un côté étirées dans le sens de la repousse latérale (PI. 22, fig. 3)

et, de l’autre, nettement fracturées par la désagrégation du septum. On retrouve, au centre de la cica¬

trice, la cupule septale dématiée entourée des lèvres des couches A et B formant le bourrelet cicatriciel

circulaire. En se développant vers l’extérieur, la strate pariétale du nouvel apex, en continuité avec

la couche hyaline profonde acquiert la fonction de paroi externe du conidiophore. Elle est, à son tour,

mélanisée et sera, après un certain temps d’accroissement, fracturée au niveau d’une nouvelle forma¬

tion conidienne (fig. 13).

La plasticité des strates pariétales internes, leur aptitude à la différenciation est ici particu¬

lièrement mise en évidence. Ces propriétés semblent se perpétuer, au moins dans les zones apicales

du conidiophore où l’on observe ainsi trois à quatre repousses successives (PI. 20, fig. 1 et PI. 22, fig. 1).

A chaque phase de genèse conidienne succède une phase de croissance apicale « végétative ».

La paroi du conidiophore provient alors, par délaminations successives étagées, de la cellule sporogène

précédente. Les zones conidiogènes successives sont généralement délimitées à la base par une cloison

qui définit chaque fois la cellule sporogène apicale.

Cladosporium cladosporioides.

Les conidiophores de notre souche de C. cladosporioides sont beaucoup plus courts que ceux de

Cladosporium herbarum (PL 20, fig. 3). La pigmentation des parois est moins profonde. Chez cette

espèce où la zone conidiogénétique est limitée à l’apex du filament fertile qui, dès lors, cesse de s’accroître,

nous avons pu observer deux à trois cicatrices apicales groupées (PI. 20, fig. 3 et PI. 19, fig. 1). Cha¬

cune, résultant d’un cloisonnement conidien analogue, montre la même anatomie que celles de Clado¬

sporium herbarum. La rupture de la paroi du conidiophore cause la même formation en bourrelet annu¬

laire k l’intérieur duquel s’applique la cupule septale dématiée et fermée par un corps de Woronine.

En raison du faible nombre de points conidiogénétiques et de leur groupement sur un espace

restreint, nous n’avons pu suivre avec précision le devenir des strates pariétales endogènes comme

Source : MNHN, Paris

PHÉNOMÈNES PARIÉTAUX AU COURS DE LA CONIDIOGENÈSE

nous l’avons fait pour Cladosporium herbarum. Cependant, les différences de niveau entre les strates

externes, d’une cicatrice à l’autre, autorisent à penser qu’il s’agit du même type de stratification par

différenciation interne successive (PI. 19, fig. 1).

Fig. 13. — Conidiogenèse et accroissement du conidiophore de Cladosporium herbarum.

1 : Formation d'une ébauche conidienne à l’apex du filament fertile ; 2 : Individualisation d'une conidie Cl par

une cloison symétrique à deux couches ; 8 : Rupture des composants latéraux du septum et libération

de la conidie ; 4 : Reprise de l'accroissement du conidiophore. La paroi du nouvel apex est le prolongement

d'une couche interne de la lame inférieure du septum de Cl. 5 : Formation d'une nouvelle conidie apicale C2.

En résumé, l’activité conidiogénétique des Cladosporium s’effectue dans des régions (conidio¬

phore ou conidie) où la paroi est encore peu différenciée : à l’apex d’une cellule sporogène ou à partir

d’une conidie terminale jeune. Cette localisation permet un développement du bourgeon conidien

sans rupture de la paroi préexistante mais par étirement, sous l’effet de la poussée cytoplasmique

endogène. Dans une situation apicale comparable, nous avons observé ce type de bourgeonnement

lors de la formation des premières spores au sommet des phialides d’Aspergillus tamarii.

Discussion

1) Prolifération sympodiale.

A la différence de ce que nous avons rapporté pour l’accroissement basauxique des conidio-

phores d'Aspergillus, l’installation de la conidiogenèse au sommet d’un Filament fertile de Cladospo¬

rium n’exclut pas sa prolifération.

Source : MNHN, Paris

MARIE-FRANCE ROQUEBERT

D’une façon générale, l’expression de ces deux activités peut, selon leur chronologie respec¬

tive et leur direction, conduire à des morphologies diverses du conidiophore. Un allongement latéral

sensible entre deux cicatrices conduit à la formation d’un élément en zig-zag ou sympode, où les zones

végétatives et conidiogènes sont nettement distinctes ; à l’opposé, un accroissement limité où les lieux

de bourgeonnement sont rapprochés, peut causer un renflement terminal plus ou moins noduleux

(Hughes, 1953 et Kendrick, 1971). Dans tous les cas, la repousse est consécutive à la formation

d’une cloison à la base de la conidie précédemment formée. Elle s’effectue à travers la paroi latérale

du conidiophore selon le même mécanisme que les ramifications hyphales ou les verticilles de phia-

lides. Des formations sympodiales hyalines, du type Tritirachium roseum ou Pleiochela setosa, ont été

respectivement étudiées par Hammill (1973) et Harvey (1974). Ce dernier auteur suggère un mode

de prolifération latérale accompagné de synthèse, de novo, de matériel qui se surajoute au septum

conidien d’une part et à l’intérieur de l’enveloppe latérale du conidiophore, d’autre part. Les figures

de différenciation que l’on observe sur les documents de Harvey sont cependant analogues h celles

que nous avons décrites pour Cladosporium herbarum. Un processus de prolifération comparable peut

être observé chez Chloridium chlamydosporis sans que l’auteur (Hammill, 1972, b) interprète les rela¬

tions des parois entre elles. Dans ce dernier cas, la rupture apicale de la paroi externe de la phialide

lors de la formation de la première conidie laisse une collerette à l’intérieur de laquelle se développe

un court élément sympodial. Après une période de conidiogenèse, l’accroissement du conidiophore

peut reprendre de manière percurrente à travers la collerette terminale. De même, chez certains cham¬

pignons, l’accroissement de ce filament peut s’effectuer, non plus latéralement par rapport à la cloison

conidienne apicale, mais de façon axiale, percurrente sans rupture de la paroi latérale du conidiophore.

La repousse prend naissance à l’intérieur de celui-ci, au niveau d’une cloison située bien en retrait

de l’apex fertile (Hammill, 1972, c). Chez Acrogenospora sphaerocephala, on observe une véritable

« hyphe endophyale » dont l’accroissement s’effectue à travers la cicatrice apicale de la première conidie.

La succession de ces repousses internes se traduit sur les documents photographiques, par une dispo¬

sition concentrique d’enveloppes internes mélanisées, légèrement décalées les unes par rapport aux

autres, la plus récente se formant au niveau le plus élevé. Comme nous l’avons mentionné pour l’espèce

dématiée Cladosporium herbarum, l’aptitude à la pigmentation des strates internes d 'Acrogenospora

sphaerocephala souligne la disposition relative des formations endogènes.

Dans tous ces exemples de repousses du conidiophore, sympodiales ou percurrentes, la couche

inférieure du septum conidien a un rôle passif. Elle s’intégre à la paroi du conidiophore, est rejetée

de côté avec elle ou est déchirée par la repousse et ne participe donc pas à l’élaboration de la conidie

suivante. 11 n’en est pas de même dans tous les types d’accroissements percurrents Dans le cas des

annellides, par exemple, la paroi de la repousse axiale est d’abord constituée par la couche inférieure

de la cloison conidienne. Elle se développe par la suite vers la base et l’on observe au niveau des annel-

lations mélanisées de Spilocea pomi, par exemple (Reisinger, 1972 ; Hammill, 1973 ; Corlett et al.,

1976), la superposition étagée d’enveloppes successives fibrillaires, dématiées, qui caractérise main¬

tenant pour nous ce type de prolifération. Précisons cependant que, dans le cas des annellophores,

l’extension de la repousse axiale reste de faible amplitude.

2) Conidiogenèse et différenciation des parois.

La conidiogenèse des Cladosporium s’effectue à partir d’une paroi faiblement différenciée. En

effet, chez les champignons mélanisés, la pigmentation peut, en quelque sorte, servir d’indicateur de

différenciation. A l’apex des cellules conidiogènes de Cladosporium herbarum, la mélanisation étant

limitée à une fine strate externe, nous pouvons en déduire que la protrusion du bourgeon conidien

s’effectuera sans rupture profonde de la paroi. Un tel processus a été observé par Ellis et Griffiths

(1975, a) chez Torula herbarum. Malgré la continuité structurale, on observe, d’une façon générale,

au cours de la conidiogenèse blastique un « rétrécissement » au point de jonction entre l’élément géné¬

rateur et la conidie en formation. Nous interprétons cette figure caractéristique comme le résultat

de l’arrêt temporaire de la croissance apicale de l’hyphe fertile, suivie d’une reprise du développement

à partir d’une étroite zone apicale, à nouveau active, en vue de former le bourgeon ; la croissance

Source : MNHN, Paris

PHÉNOMÈNES PARIÉTAUX AU COURS DE LA CONIDIOGENÈSE

conidienne prend en quelque sorte le relai de la croissance végétative. Le temps de latence entre les

deux phénomènes est suffisamment court (4 heures selon Carroll, 1972) pour que les composants

sub-apicaux ne soient pas profondément différenciés et conservent une certaine plasticité. Il apparaît

ainsi que, quand la succession entre les deux modes d’accroissement (végétatif et conidien) est rapide,

tout bourgeonnement apical peut entraîner l’étirement de l’ensemble des composants sub-apicaux de

la paroi du conidiophore. Ce fait explique le caractère « holoblastique » des conidies porosporées de

Stemphylium botryosum mis en évidence sur culture par Carroll en 1972 ou d ’ Helminlhosporium

maydis par Brotzman et al. (1975), en contradiction avec les données résultant de l’observation de

matériel naturel mûr, conluant à leur formation entéroblastique au travers d’une paroi déjà plus

différenciée et rigide. Seule, une observation des stades successifs de la genèse conidienne en fonc¬

tion de l’état indifférencié ou adulte du filament générateur a permis aux auteurs d’analyser la nature

exacte des relations pariétales au cours de l’ontogénie sporale. La progression rapide de la mélani-

sation des parois peut créer des modifications secondaires (Campbell, 1968 ; Carroll et Carroll,

1974, b) ; Ellis et Griffiths, 1975, b)) qui ne reflètent pas exactement les premiers stades de l’onto¬

génie. Dans le cas des porosporés, le pertuis hyalin souligné d’un disque sombre que l’on observe

dans la paroi dématiée au point d’attache des conidies, interprété généralement comme une for¬

mation lytique préliminaire à la conidiogenèse, apparaît plutôt comme le résultat d’une transforma¬

tion de la paroi (mélanisation) postérieure à l’émission conidienne. Si ce caractère peut être vala¬

blement utilisé sur le plan morphologique on ne saurait, par contre, attribuer à ce dispositif une

valeur ontogénique particulière. Un véritable pore, résultant d’une action enzymatique lytique ponc¬

tuelle, précédant la conidiogenèse ne saurait être observé, selon nos conclusions, que dans des exemples

de genèse conidienne non apicale.

L'holoblastie est donc pour nous une conséquence directe de la situation apicale de la genèse coni¬

dienne mais ne caractérise pas un mécanisme pariétal propre à certains groupes de champignons.

La dépendance entre le mode de bourgeonnement et l’état de différenciation des parois se

retrouve dans la formation successive des conidies en chaînes acropètes. Des observations réalisées

sur la même souche de Cladosporium cladosporioid.es nous ont permis de conclure que, selon l’état de

maturation des parois conidiennes, le bourgeonnement secondaire cause une rupture plus ou moins

profonde, qui peut aller du simple étirement à une véritable déchirure des couches externes.

L’ontogénie des conidies et leur disposition relative offre des analogies avec le bourgeonnement

et la formation de pseudo-mycélium de Candida albicans étudié par Scherwitz et al. (1978). La forma¬

tion endogène de la paroi du bourgeon sporal et sa continuité avec les strates constitutives profondes

de la paroi de la cellule-mère y sont clairement mises en évidence. Les cicatrices septales à la surface

de cette dernière, bien que non pigmentées, montrent une structure analogue à celle des Cladosporium.

Chez les Levures, la discussion concernant la participation des composants de la paroi au bourgeon¬

nement secondaire reste ouverte, certaines observations suggérant une « néoformation » à l’intérieur

de la cellule-mère ( Rhodotorula glutinis, Marchant et Smith, 1967) tandis que d’autres, portant sur

Saccharomyces cerevisiae et rapportées par les mêmes auteurs en 1968, traduisent une continuité inté¬

grale entre les deux éléments cellulaires. Cependant les résultats des études cytochimiques récentes

réalisées par Poulain et al. (1978) sur l’évolution de la nature des composants pariétaux externes de

Candida albicans en fonction de l’âge et des conditions de culture du champignon, autorisent à pré¬

voir une interprétation générale du processus de bourgeonnement qui tiendrait compte de l’évolution

pariétale au cours de la maturation des conidies-mères.

L’analogie de structure du mode de bourgeonnement conidien entre les formes levure et les

Cladosporium est biologiquement étayée par la tendance que nous avons observée chez ces derniers,

à raccourcir, voire même supprimer, la phase mycélienne en milieu liquide. Cette aptitude, déjà rap¬

portée par Reisinger (1972) pour les blastospores de Dendryphiella oinosa se retrouve chez les Rhino-

cladiella par exemple, champignons de morphologie instable caractérisée par la multiplicité des types

de conidiogenèse au sein d’une même culture. Il semble donc que les conidies de Cladosporium déta¬

chées de leur support végétatif conservent une aptitude au bourgeonnement qui leur est propre. Cette

dernière observation nous conduit à aborder enfin le problème de la formation acropète des chaînes

conidiennes.

Source : MNHN, Paris

MARIE-FRANCE ROQUEBERT

3) Conidiogenèse en chaîne et caractères du septum.

L’observation détaillée des deux types de formation caténées, basipète et acropète, nous a

révélé un certain nombre de faits particuliers qui semblent accompagner, s’ils ne la conditionnent pas,

telle ou telle disposition conidienne.

Le septum basal des phialoconidies des Aspergillales étudiées, est de type hyphal. S’il subit

une différenciation, celle-ci se produit dans la chaîne et la libération tardive résulte alors d’une désa¬

grégation consécutive à la formation secondaire des parois sporales. Cette constatation s’applique à

l’ensemble des résultats obtenus par les autres chercheurs sur ce type de matériel ( Aspergillus , Péni¬

cillium. Fletcher, 1971).

Chez les Cladosporium par contre, après une initiation septale comparable, on assiste à une

différenciation immédiate, symétrique, qui s’étend au-delà des deux lames de la cloison, dans l’épais¬

seur de la paroi latérale. La conidie, dans ce cas, possède d’emblée une paroi propre qui la protège sur

toute sa surface y compris celle des points d’attache.

Par ailleurs, nous avions noté l’absence de corps de Woronine dans l’orifice septal des Hypho-

mycètes phialidés, absence constatée par les autres chercheurs au point que Carroll et Carroll

(1974, b) la considèrent comme caractéristique de ce mode de conidiogenèse. Au contraire, la plupart

des cicatrices septales observées sur les spores de Cladosporium, ou sur leurs conidiophores, présentent

ce type d’organites dans le pore de la cloison ou à proximité de celui-ci. Leur présence a été également

mise en évidence dans les chaînes acropètes du type Torula : T. caligans, T. herbarum et T. graminis

(Elus et Griffiths, 1975, a et b et 1976).

Ces deux caractères différentiels qui sous-entendent une simple individualisation dans le pre¬

mier cas et une séparation complète dans le deuxième, pourraient bien intervenir dans le mode de

construction de la chaîne des spores. L’importance des propriétés du septum conidien a été récemment

évoquée par Madelin (1979). Pour cet auteur, trois facteurs concernant les modalités de développe¬

ment du septum peuvent intervenir dans le type de disposition caténée : le moment de sa formation,

son degré de différenciation et les caractéristiques du pore septal.

Le moment de la formation du septum au cours de la conidiogenèse, par le temps de différencia¬

tion plus ou moins long qu’il concède à la conidie peut, en effet, conditionner, en même temps que

la plasticité des parois, le devenir de la cellule suivante, conidie ou cellule sporogène. Les résultats

montrent que le moment exact de la formation du septum est difficile à situer au cours de la genèse

et que, d’autre part, un développement conidien d’une durée équivalente peut conduire soit à un

bourgeonnement acropète ( Gonatobotryum apiculatum, Cole, 1973), soit à la formation basipète d’une

phialospore d’A. tamarii. En outre, le temps d’initiation d’un bourgeonnement secondaire à l’apex

d’une conidie de Cladosporium herbarum s’effectue, selon Hashmi et al. (1973) en 30 minutes, soit

beaucoup plus rapidement qu’une conidie de C. cladosporioides (2 heures) telle que nous avons pu

l’observer. Nous tenons à souligner ici, encore une fois, que les résultats chiffrés concernant la durée

des étapes successives sont obtenus à partir de cultures effectuées dans des conditions particulièrement

artificielles. Ils peuvent montrer des discordances qui ne traduisent pas forcément un processus biolo¬

gique précis, mais peuvent résulter de perturbations physiologiques plus ou moins profondes.

De l’ensemble des documents dont nous disposons, il ressort que la différenciation septale peut

s’effectuer de façon précoce ou différée, symétrique ou asymétrique par rapport au sillon médian,

et modifier à des degrés divers, la structure primaire de la cloison.

A la lumière des données bibliographiques et d’observations personnelles, nous avons déjà sug¬

géré (Roquebert, 1976) que la différenciation des composants du septum confère à l’ensemble une

hétérogénéité qui peut conditionner la disposition relative des conidies à formation basipète phiali-

dique en tête ou en chaîne. Il apparaît par ailleurs que dans le cas de certains annellides où la forma¬

tion des chaînes basipètes (fausses chaînes sensu Subramanian, 1972) s’accompagne d’un bref accrois¬

sement percurrent du conidiophore, la différenciation s’effectue de façon asymétrique d’une manière

plus précoce dans la partie distale (conidienne) du septum ( Scopulariopsis brevicaulis, Cole et Aldricii,

1971 ; Hammill, 1971 ; Spilocea pomi, Trichurus spiralis, Hammill, 1973 et 1977). La partie proxi-

Source : MNHN, Paris

PHÉNOMÈNES PARIÉTAUX AU COURS DE LA CONIDIOGENÈSE

male de la cloison, plus longtemps épargnée par les modifications structurales, conserve une certaine

plasticité qui autorise, après un bref allongement percurrent, son intégration dans la formation d’une

nouvelle ébauche conidienne à la base de la conidie apicale.

Dans les chaînes acropètes de Cladosporium, nous avons régulièrement observé une différen¬

ciation profonde et symétrique du septum, accompagnant son obturation par des corps de Woronine.

On peut objecter que nos observations portent sur les conidies détachées où, par conséquent, la migra¬

tion de ces organites peut être consécutive à la rupture de la chaîne. Cependant, dans les mêmes condi¬

tions d’observation, les conidies d’ Aspergillus ou de Pénicillium ne montrent pas de corps de Woronine.

Il semble que la différence entre les chaînes basipètes et acropètes se matérialise, chez ces dernières,

par l’élaboration d’une cloison hermétique qui semble bloquer toute communication entre un élément

basal, conidiophore ou conidie, et l’élément apical conidien. Les études effectuées sur les formations

acropètes de Gonatobotryum apiculatum (Cole, 1973) et de l’anamorphe ( Monilia ) de Sclerotinia fruc-

ligena (Willets et Calonge, 1969) confirment la présence de corps de Woronine au niveau du pore.

Cette constatation est en contradiction avec la conception généralement admise selon laquelle

l’ouverture septale, en autorisant la migration cytoplasmique vers l’apex, conditionne le bourgeonne¬

ment acropète (Madelin, 1979).

En réalité, si la différenciation et la fermeture septales que nous avons rapportées pour les

Cladosporium peuvent expliquer l’impossibilité de la formation basipète des conidies, nous n’avons

constaté aucun phénomène particulier aux plans cytologique et pariétal qui laisse présager d’un bour¬

geonnement acropète ultérieur. Il y aurait donc une dissociation possible entre les deux aptitudes

conidiogènes qui conduisent au développement conidien basipète et au bourgeonnement acropète.

Cette séparation est d’ailleurs évidente chez certains types de champignons à blastospores solitaires

séparées du filament générateur par une cloison pigmentée à corps de Woronine, mais qui ne mani¬

festent pas d’aptitude au bourgeonnement. Elle est illustrée par Griffiths (1974) chez les aleuries

dématiées d ’Humicola grisea.

Par ailleurs, la relation entre la conidiogenèse et la différenciation au niveau du septum et

des parois conidiennes est soulignée par l’étude ultrastructurale réalisée par Vujicic et Muntanjola

(1973) sur un mutant d’Aspergillus aureolatus, du type Cladosarum. Cultivé à 26°C, cet organisme

donne une succession acropète de conidies à parois minces, séparées par des cloisons incomplètes à

corps de Woronine, et dont la structure pariétale rudimentaire est différente de celle du type sauvage.

Transférés à 18°C, les éléments du sommet de cette chaîne acropète acquièrent une structure pariétale

normale, du type Aspergillus. Chez ce mutant, une perturbation dans la synthèse des parois s’accom¬

pagne donc d’une modification de la conidiogenèse.

D’une façon générale, chez les Aspergillus, la conidiogenèse basipète paraît relativement ins¬

table. Elle peut se transformer comme nous venons de le voir en bourgeonnement acropète chez des

mutants naturels ou expérimentalement provoqués (Clutterbuck, 1969), ou en repousse mycélienne

temporairement ou définitivement stérile (Nicot, 1976). La possibilité de conversion réciproque des

chaînes basipètes du type annellidique en proliférations sympodiales est également évoquée dans les

travaux de Fletcher (1975) sur les Graphium penicillioides et G. putredinis.

En conclusion, l’installation de la phase conidiogène des Cladosporium, contrairement au fonc¬

tionnement phialidique, n’exclut pas la reprise de croissance apicale. Celle-ci peut s’effectuer selon

l’espèce, à un ou à deux niveaux : niveau conidien par bourgeonnement acropète et, au niveau du

filament conidiophore, par développement latéral par rapport au septum conidien axial. Dans les

deux cas, elle prend naissance à partir d’éléments jeunes, dont la faible différenciation autorise une

extension sans rupture profonde de la paroi. L'apparente continuité pariétale qui en résulte (holo-

blastie) dépend donc du faible degré de maturation de la paroi primaire (d’ailleurs modifiable sous

certaines conditions de développement), mais n’implique pas de mécanisme propre différent de ceux

que nous avons rapportés aux chapitres précédents.

Le rôle du septum, par sa différenciation profonde et symétrique ainsi que sa faculté d’obtu¬

ration, apparaît ici déterminant, dans la mesure où la lame proximale est limitée dans sa prolifération.

Source : MNHM, Paris

Source : MNHN, Paris

PHÉNOMÈNES PARIÉTAUX AU COURS DE LA CONIDIOGENÊSE

CONCLUSIONS

I. - MÉCANISMES PARIÉTAUX

La paroi du thalle fongique assure la protection et l’équilibre des échanges entre l’extérieur

et le milieu ambiant. Elle enveloppe le cytoplasme et s’accroît avec lui au fur et à mesure de son exten¬

sion.

Sa structure est peu à peu édifiée à partir de l’apex hyphal vers les régions situées plus en arrière

où son épaisseur est considérablement accrue. Elle se forme grâce à l’intervention de la membrane

plasmique à travers laquelle transitent les matériaux et enzymes nécessaires à sa construction. Ainsi

se constitue, dans la paroi, un front de différenciation qui progresse avec le temps. La structure et,

dans une certaine mesure, la composition de la paroi, évoluent donc naturellement dans le mycélium jeune

en fonction de l'éloignement de l'apex. Par ailleurs, nous avons pu mettre en évidence sa sensibilité à

une forte teneur en eau du milieu ambiant où les composants externes se trouvent dissociés et tendent

à disparaître.

Nous sommes ainsi amenée à considérer la structure pariétale des hyphes jeunes comme suscep¬

tible d’évoluer soit en réponse à des processus biologiques tels que la maturation, soit en fonction du

milieu.

Dans cette perspective, nous avons évité tout au long de ce travail de qualifier trop rigoureu¬

sement les strates constitutives de la paroi. Des observations répétées nous ont cependant conduite

à distinguer une croûte externe A, relativement labile et sensible au milieu ambiant, entourant une

couche homogène B et une couche profonde, de texture lamellaire, la couche C. L’évolution de la struc¬

ture pariétale explique la difficulté de comparer les données acquises concernant la nature chimique

de ses composants et résultant d’analyses globales, avec les informations d’ordre structural portant

sur des zones limitées.

Cependant, le schéma de Hunsley et Burnett (glucanes externes superposés à des glycopro¬

téines entourant des composants chitinoïdes internes) s’applique globalement à l’organisation parié¬

tale des champignons étudiés.

Nous avons pu suivre la progression centripète du front de différenciation sur les documents

obtenus pour les Cladosporium où il est visualisé par la présence de pigments mélaniques. L’observa¬

tion, jusque dans les hyphes âgées, d’une strate hyaline bordant le plasmalemme nous a portée à soup¬

çonner, à ce niveau, l’existence d’une endocouche indifférenciée facilement atteinte par les enzymes

véhiculés par les lomasomes.

L'élude de la dynamique des parois au cours des phases mycéliennes et propagatrices devait confir¬

mer l’existence de cette strate interne, plastique, dont le rôle est primordial dans l'accomplissement de la

morphogenèse végétative et conidienne.

En effet, cette dernière repose sur l’aptitude que possède le cytoplasme hyphal à pousser vers

le milieu extérieur des diverticules ou ramifications qui restent en continuité avec l’hyphe-mère dont

il ne diffère ni par la structure ni par le mode d’accroissement.

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La sortie de ces « bourgeons latéraux » suppose une lyse ponctuelle préliminaire de la face interne

de la paroi causant un point de faiblesse au niveau duquel la pression cytoplasmique endogène peut

causer une protubérance.

Nous avons pu clairement observer ces stades initiaux lors de la formation des phialides dans

les verticilles de P. dichotomus ou à la surface d’une ampoule d ’Aspergillus tamarii. Dès leur forma¬

tion, ces excroissances sont enveloppées d’une paroi mince qui est un prolongement de la strate interne

plastique de la paroi fondamentale de l’hyphe. Elles s’accroissent à travers les couches pariétales

externes qui, sous l’effet de cette pression, s’étirent, ou se fracturent nettement, selon leur degré de

plasticité (de différenciation).

Très vile, la jeune paroi acquiert toutes les aptitudes de la paroi fondamentale dont elle est issue.

Les composants externes y sont rapidement reconstitués et elle est, à son tour, le siège d’une différen¬

ciation centripète qui lui confère une hétérogénéité structurale qui limitera sa réponse aux sollicita¬

tions endogènes. Seule la strate au contact du plasmalemme reste plastique.

Cette dernière faculté ne se manifeste pas seulement lors des formations externes ; elle régit

également la formation des cloisons intrahyphales. Celles-ci, en effet, tirent leur origine d’une avancée

centripète de la couche pariétale interne qui se démarque ainsi des strates externes rectilignes qui ne

participent pas à ce mouvement, du fait de leur rigidité. La synthèse de matériel septal s’effectue à

partir du plasmalemme de deux cellules en voie de séparation. La cloison est ainsi constituée de deux

lames symétriques qui s'affrontent au niveau du sillon médian. Chaque lame conserve le même pou¬

voir et le même schéma de différenciation que la paroi fondamentale dont elle provient. La plasticité

reste fonction de la proximité du plasmalemme et des matériaux qui y sont dispensés.

Lorsque en un même point de l’hyphe se sont déroulés successivement des phénomènes mor¬

phogénétiques causant un clivage longitudinal de la paroi tel que nous venons de le rapporter : septa-

tion puis ramification, septation puis reprise de l’accroissement du conidiophore ( Cladosporium herba-

rum) ou septations successives (col des phialides), nous avons pu observer clairement la superposition

régulière des couches concentriques d’épaisseurs sensiblement égales, provenant des délaminations succes¬

sives.

Nous concluons ainsi à la généralité de la présence, dans une paroi définitivement structurée et

stable, d’une zone interne, potentiellement active, pouvant, sous une impulsion venue du cytoplasme, se

développer et suppléer aux fonctions de la paroi-mère. Il y a donc, au cours de la croissance latérale du

champignon, une sorte de renouvellement pariétal permanent, venu de l’intérieur de l’hyphe et gagnant

le milieu externe.

Cette faculté est préservée jusque dans les parties âgées des filaments comme en témoignent

les repousses endohyphales qui se produisent dans du mycélium parfois très âgé. Le seul facteur indis¬

pensable à cette régénérescence est la proximité d’un élément cellulaire à cytoplasme actif.

Notre interprétation de la dynamique pariétale satisfait aux documents proposés par d’autres

chercheurs travaillant sur le même type de matériel (Hammill, Harvey, Carroll, Reisinger, Camp¬

bell, Gbiorse, Fletcher, etc...) et pourrait même, semble-t-il, s’appliquer à des groupes plus éloi¬

gnés : Mucorales (Dargent, 1977) et Phycomycètes, (Fèvre, 1976).

II. - CARACTÉRISTIQUES CONIDIENNES

Les mécanismes pariétaux impliqués dans la conidiogenèse blastique ne diffèrent pas de ceux

que nous venons de décrire pour la morphogenèse végétative.

L'édification de l’appareil conidiophore se déroule suivant les mêmes phases que la construc¬

tion d’un thalle : croissance apicale, ramification, septation, et s’effectue selon les mêmes processus.

La genèse conidienne est analogue à la formation d’une protubérance cytoplasmique endogène

coiffée d’une paroi qui n’est que le prolongement de la strate interne plastique de la cellule génératrice.

La figure 14 réunit, autour du schéma fondamental de la paroi, les diverses traductions de cette

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Fio. 14. — Aspects dynamiques des constituants de la paroi au cours des diverses phases de la morphogen&se.

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MARIE-FRANCE ROQUEBERT

propriété dans le mycélium végétatif, la formation des cellules conidiogènes et la conidiogenèse.

Par ailleurs (Roquebert, 1981), nous avons pu constater, dans le mycélium, l’influence de

la teneur en eau du milieu ambiant sur les strates externes de la paroi, qui tendent à disparaître en

milieu aqueux. L'unité de la constitution pariétale entre les formes mycélienne et conidiogène nous

conduit à penser qu’une même sensibilité à l’humidité pourrait se retrouver dans les cellules coni¬

diogènes. Dans ces conditions, l’expression du bourgeonnement conidien et son observation seraient

modifiées. La définition précise des rapports entre la cellule conidiogène et la conidie devra tenir compte

de cette faculté.

Cependant, si la dynamique des parois est fondamentalement identique dans les phases mycé¬

lienne et conidienne, l’acquisition du caractère proprement sporal requiert des processus particuliers

d’un autre ordre :

— arrêt (temporaire ou définitif) de l’accroissement apical ;

— différenciation et clivage des septa ;

— différenciation d’une paroi propre à la conidie et acquisition d’une structure cytologique

particulière.

a) Arrêt de l’accroissement axial.

La croissance d’un élément préconidiogène s’effectue, comme un filament, de façon apicale,

c’est-à-dire que les activités de synthèse sont limitées à une étroite zone terminale. A cette localisa¬

tion stricte, ponctuelle, conditionnant l’accroissement linéaire, se substitue un élargissement du

dôme d’activité qui conduit à une formation plus ou moins sphérique. Ce changement morphologique

externe s’accompagne d’une organisation cytoplasmique interne non plus orientée de façon axiale

mais répartie latéralement dans tout le volume offert.

Ce changement d’orientation définit le caractère blastique, proprement sporal, de l'élément terminal

qui sera rapidement individualisé par une cloison.

Après la formation de la première conidie apicale, la croissance végétative axiale peut reprendre

de façon très brève (annellophores), nettement marquée (conidiophores de Cladosporium herbarum)

ou cesser définitivement, conduisant alors à la formation d’éléments sphériques successifs tels que

nous avons pu les observer dans le cas de Aspergillus tamarii.

Dans les régions apicales, la paroi faiblement différenciée reste plastique. De ce fait, l’enveloppe

de la première conidie, en apparente continuité avec la cellule-mère, se fait par simple étirement.

La nature des relations pariétales lors du bourgeonnement conidien dépend donc du degré de matu¬

ration de la paroi. Seule la formation de la première conidie à l’apex d’un filament fertile peut être

qualifiée de « holoblastique » au sens de Kendrick (1971).

b) Différenciation et clivage des septa.

S’il existe, comme nous venons de le voir, une sorte de relai entre l’accroissement axial et l’accrois¬

sement sphérique au cours de la conidiogenèse blastique, il nous faut également souligner l 'étroite

relation entre l'initiation et la nature du septum conidien et le bourgeonnement suivant.

Dans la cellule sporogène nous avons vu que le lieu de formation des septa conidiens, fixe ou

mobile, unique ou répétitif, par les délaminations pariétales engendrées, peut caractériser un mode

conidiogénétique, phialidique, par exemple.

Le moment de l'initiation septale, lors de la formation de l’ébauche conidienne peut également

être cause de changements morphologiques. La formation de collerettes au sommet des phialides peut

résulter d’un cloisonnement tardif de la première conidie, formée par une cellule dont la paroi apicale,

ayant eu le temps de se différencier, est devenue rigide et par le fait, se trouve rompue et non pas étirée

sous la poussée des conidies suivantes (exemple Phialocephala dimorphospora, Carroll et Carroll,

1974, b).

Au cours de l’étude de la genèse conidienne des Cladosporium, nous avons observé que la diffé¬

renciation précoce et symétrique des lames septales, par la rigidité qu’elle confère à la paroi de la cellule

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inférieure, peut inhiber sa prolifération axiale. Plus que l’obturation septale (Madelin, 1979), l’inten¬

sité de la différenciation peut ainsi influer sur le devenir du bourgeon suivant.

Les conséquences physiques de différence de tension entre des éléments rigides et plastiques,

superposés ou voisins, sont rarement évoquées dans le comportement des cellules fongiques. Tout au

long de ce travail il nous est apparu cependant que, au moins au niveau des parois, la traduction externe

des phénomènes biologiques pouvait résulter de la conjugaison d’une action mécanique et d’une pro¬

grammation génétique propre au champignon étudié.

Dans cette optique, nous avons précédemment souligné le rôle déterminant de la consistance

élastique de la paroi apicale d’une cellule sporogène lors de la formation de la première conidie.

La structure des septa interconidiens, par les contraintes physiques qu'elle impose aux cellules

mitoyennes, peut, dans une certaine mesure, conditionner leur devenir.

Chez les Cladosporium, la différenciation rapide et symétrique des lames septales entraîne une

fragilité du groupement caténé où chaque élément est indépendant. Elle peut empêcher l’épanouis¬

sement du cytoplasme proximal alors contenu dans une paroi rigide. Par contre, nous avons montré

que les conidies d’Aspergillus tamarii sont unies en chaînes durables grâce à la présence de septa,

d’abord minces, puis épaissis tout en gardant une structure homogène. Ce caractère se retrouve d’ail¬

leurs chez d’autres champignons à chaînes persistantes tels que les Pénicillium (Fletcher, 1971) ou

les Aspergillus : clavatus (Hanlin, 1976) et niger (Tanaka et Yanacita, 1963). La paroi sporale se

différencie à l’intérieur d’une gaine commune dont les constituants se désagrègent peu à peu. A la

longue, il se crée une discordance entre les conidies internes à paroi continue et homogène, et le connec¬

tif lâche qui les unit. Des pressions externes venues du milieu ambiant pourront causer la rupture

mécanique de la chaîne sans qu’il y ait lyse des septa.

c) Acquisition des caractères cytologiques propres à la conidie.

Après son individualisation par la formation d’une cloison, la conidie peut acquérir des carac¬

tères qui lui sont propres. Dans les exemples étudiés ce sont principalement : la formation d'une paroi

plus ou moins épaissie ou différenciée et l’accumulation de matériel de réserve (lipides et glycogène). Ces

deux traits sont liés à la nature durable des éléments propagateurs, qui doivent survivre bien après

leur détachement de la cellule-mère.

Les résultats concernant les parois sporales chez les Deutéromycotinés (Akai et al., 1976) mon¬

trent que leur structure peut être plus ou moins différenciée. D’une façon générale, l’acquisition de

cette enveloppe propre peut, selon les auteurs, se réaliser par épaississement ou par adjonction de

strates nouvelles formées à l’intérieur des couches préexistantes.

Dans le cas des champignons qui nous intéressent, la forme la plus simple est représentée par

Stilbothamnium nudipes où l’enveloppe sporale ne diffère pas structuralement de celle de la phialide.

Elle est pourtant épaissie en sa partie supérieure et ornementée superficiellement.

Par contre, pour Aspergillus tamarii, la superposition de couches endogènes nouvellement

synthétisées conduit à un élément propagateur totalement différent de la cellule-mère au point de

vue pariétal. Leur lente élaboration autour de primordia relativement éloignés de la phialide à laquelle

ils sont encore attachés, suggère que cette différenciation est commandée à partir de l’élément coni-

dien lui-même. Cette propriété se retrouve d’ailleurs dans les conidies des Cladosporium où nous avons

vu que chaque conidie pouvait être considérée comme une entité biologique autonome.

Il apparaît donc que, dans ces deux derniers cas, une conidie adulte s’élabore en deux étapes :

la genèse, rattachée à des processus typiquement hyphaux, et la maturation, acquise par des réactions

proprement conidiennes. Les formes les plus simples, du type Stilbothamnium nudipes, abrègent ou

suppriment cette dernière étape.

Un aspect de « l’autonomie » conidienne se manifeste également au niveau des réserves méta¬

boliques.

Presque nulles ou absentes chez Stilbothamnium nudipes, elles s’observent en abondance dans

les conidies de Aspergillus tamarii et, en moins grande quantité, chez Cladosporium. Cette évolution

semble s’effectuer dans la même direction systématique que la différenciation pariétale. Les produits

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MARIE-FRANCE ROQUEBERT

de réserve que nous avons pu déceler sont principalement de deux types : glycogène et lipides. Leur

présence n’est pas toujours simultanée. En effet, chez Aspergillus tamarii on observe du glycogène

dans la phialide et l’ébauche conidienne (PL 11, fig. 1) mais les lipides, sous forme de globules, ne sont

présents que dans les conidies mêmes (PI. 12, fig. 4). Enfin, conidiophores et conidies de Cladosporium

possèdent des granules lipidiques mais peu de glycogène.

III. - CONCLUSIONS CONCERNANT UNE CLASSIFICATION « NATURELLE »

DES CHAMPIGNONS

La remarquable diversité des appareils conidiogènes des Deutéromycètes repose, comme nous

l’avons montré, sur trois mécanismes fondamentaux : accroissement apical ;

ramification ;

cloisonnements,

également présents dans la phase mycélienne et qui ne sauraient, de ce fait, caractériser la phase repro¬

ductive. Cependant, dans un même organisme, la combinaison de ces divers processus entre eux,

l’ordre de leur succession ou leur arrêt, conduisent à une profusion de formes dont l’observation peut

être utile au point de vue systématique.

A) Polymorphisme.

Théoriquement, dans un même élément conidiogène, l’alternance de bourgeonnements et de

repousses peut, selon l’amplitude et la direction de ces dernières, conduire, par exemple, de la phia¬

lide à l’annellide ( Scopulariopsis ), puis aux conidiophores percurrents du type Stemphylium ou sym-

podiaux du type Cladosporium ou Tritirachium.

Madelin (1979) souligne les incertitudes taxinomiques que peut causer une telle évolution

morphologique lorsqu’elle se rencontre dans le genre Venluria par exemple dont les anamorphes peuvent

présenter une forme conidienne basipète (Venluria inaequalis), acropète (Venluria carpophyla) ou

sympodiale (Venluria pirina).

Par ailleurs, le pléomorphisme, chez une même espèce de champignon imparfait, est fréquent.

On peut rencontrer une forme phialidique liée à une forme aleuriosporique ou aleuriosporique et sym¬

podiale, l’une des formes pouvant, selon les conditions de développement, disparaître complètement

(Wang, 1979).

Enfin, la phialide elle-même caractérisée par l’unité du locus conidiogène, ne présente pas,

dans les conditions normales de développement de phase de repousse végétative. Cependant, il n’est

pas rare d’observer des formes tératologiques d’ Aspergillus (Nicot, 1976) où les phialides donnent

naissance à des hyphes mycéliennes bien développées et parfois fertiles à leur tour.

La théorie de l’évolution des phialides proposée par Chadefaud en 1960 peut, à notre avis,

trouver une justification dans cette faculté de prolifération. Pour l’auteur, le sommet de ces cellules

sporogènes présente un goulot par lequel sont émises successivement les spores. Ce goulot peut se pro¬

longer en forme de « style » soit unique et axial (Pénicillium ( Isaria) truncatum), soit multiple à coni¬

dies solitaires ( Fusicladium) et parfois disposés en sympodes (Beauveria). Pour nous, chacune de ces

étapes se distinguerait de la précédente par la reprise de l’accroissement apical selon des directions

diverses sans doute en relation avec la nature des cloisons conidiennes, selon le processus que nous

avons rapporté pour les Cladosporium.

B) Déterminisme de la morphologie.

Si l’ensemble de ces constatations s’explique par notre thèse selon laquelle toute paroi mycé¬

lienne est potentiellement capable d’assurer les mécanismes conidiogénétiques, le problème de leur

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PHÉNOMÈNES PARIÉTAUX AU COURS DE LA CONIDIOGENÈSE 71

induction reste posé. On ne dispose que de peu de renseignements concernant l’existence et la nature

des relations entre les mécanismes nucléaires et conidiogénétiques. Hormis quelques types phialidiques

qui semblent posséder un schéma nucléaire commun (Hammill, 1977), on ne peut encore proposer de

mécanisme caryologique précis pour les autres modes de conidiogenèse. Il apparaît qu’une légère

mutation à un stade suffisamment précoce peut conduire à des changements importants au niveau

de l’expression conidienne. Chez Aspergillus nidulans, la seule intervention de deux loci chromoso¬

miques est requise pour la transformation de conidiophores en conidies (Clutterbuck, 1969).

C) Influence des conditions de développement.

Si l’induction génétique naturelle ne saurait être mise en question, l’influence des conditions

de développement apparaît également déterminante. Le mode de conidiogenèse blastique est lié à

l’état de maturité de la paroi dans la zone conidiogène. Le caratère « holo- » ou « entéro- » blastique

des conidies dépend de l’âge de la paroi, de l’état hygrométrique du milieu ambiant et du degré de

pigmentation chez les champignons dématiés.

Ces facteurs, variables dans la nature au cours de la vie du champignon, sont maintenus à peu

près stables en culture. Le développement accéléré obtenu dans des conditions artificielles peut donc,

en maintenant la plasticité des parois, influer sur la morphologie du système conidiogène. Cette faculté

est d’ailleurs généralement reconnue chez nombre de champignons pléomorphiques (Wang, 1979).

Enfin, la mélanisation, par le contraste et l’épaississement qu’elle cause dans les parois fongiques,

peut conduire à une apparente particularité conidiogénétique. C’est le cas des « porospores » (trétoco-

nidies, selon El lis, 1971) où la lyse préliminaire à la sortie latérale d’une ébauche conidienne se trouve

soulignée par u ne perte ponctuelle de pigmentation mais ne correspond nullement à un mode propre

de conidiogenèse. Si l’observation des pores peut être valablement rapportée dans une description

morphologique, on ne saurait lui accorder de signification ontogénique.

Il apparaît, en conclusion, que les formes blastiques de reproduction végétative chez les cham¬

pignons sont caractérisées par une grande plasticité reposant elle-même sur l’aptitude au renouvelle¬

ment quasi permanent des parois.

Une démarche analytique exclusivement centrée sur la dynamique de leur développement ne

saurait donc suffire à étayer une classification naturelle des champignons.

Les conidies, par leur morphologie et leur structure, apparaissent comme l’élément final le

plus stable. De ce fait, leur observation quelque peu délaissée ces dernières années au profit des méca¬

nismes ontogéniques, retrouve pour nous toute son utilité.

Ainsi, la physionomie d’un champignon dépend de facteurs morphologiques, écologiques et

biologiques dont l’ensemble définit l’organisme.

Source : MNHN, Paris

PHÉNOMÈNES PARIÉTAUX AU COURS DE LA CONIDIOGENÈSE

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Source : MNHN, Paris

PLANCHES

Source : MNHN, Paris

Les contrastants généralement utilisés sont l’acétate d’uranyle suivi du citrate de Plomb. Les tcchniijiics spéciales

seront précisées au fur et à mesure de leur emploi.

Les observations réalisées au microscope électronique à transmission seront indiquées par la mention M.E.T., au

microscope électronique à balayage par M.E.B. et au microscope photonique par M.P.

PLANCHE I.

Structure de tu paroi hyphale M.E.T.

Fie. 1 et 2. — Coupes transversales dans une hvphe de Stilbothamnium nudipes. On y distingue les couches périphé¬

riques A et B et la couche fondamentale C, elle-même constituée d'une partie externe uniforme et d'une interne

qui épouse les indentations du plasmalemme.

Fig. 3. — Coupe longitudinale dans une hyphe d'Aspergillus tamurii où l’on peut observer nettement la nature librillairc

des constituants fondamentaux de la paroi.

Source : MNHN, Paris

PLANCHE 1.

Source : MNHN, Paris

PLANCHE 2.

Structure de la paroi hyphale. Mise en évidence des polysaccharides. M.E.T.

Fig. 1, 2 et 3. — Coupes transversales dans une hyphe âgée de As/tertjillus taniarii. Coloration de THIERY. On peut obser¬

ver la superposition de strates concentriques de composition plus ou moins riche en polysaccharides (coloration

sombre des substances réagissantes). Les plus internes sont appliquées au plasmalemme (PI) et ondulées, tandis que

les plus externes ont un contour régulier.

Fig. 4. — Coupe longitudinale. Coloration de THIERY. On constate la même disposition concentrique des strates mon¬

trant une réactivité globalement croissante vers l’intérieur de la couche C.

Fig. 5. — Paroi hvphale mélaniséc chez Cladosporium herbarum. lu texture fibrillaire de la couche C est nettement visible

à la face interne. Vers l’extérieur elle est masquée par la présence de granules mélaniques (M) qui s’enfoncent pro¬

fondément dans l'épaisseur de la paroi.

Source : MNHN, Paris

PLANCHE 2.

Source : MNHN, Paris

PLANCHE 3.

Initiation des rameaux latéraux M.E.T.

Frc. 1 et 2. — Cladosporium cladosporioides. Autour du bourgeon latéral se développe une strate fihrillaire interne de C,

qui l’entoure et progresse avec lui.

Fig. 3. — Aspergillus tamarii. Une strate interne de la couche fondamentale commence h être identifiable autour de la

protubérance latérale.

Fie. 4. — Stade plus avancé de ramification. Les composants externes sont reconstitués autour de la paroi du rameau.

L’origine endogène de cette paroi est soulignée par des têtes de flèches.

Source : MNHN, Paris

PLANCHE 3.

Source : MNHN, Paris

PLANCHE d.

Structure des cloisons hyphales M.E.T.

Fig. 1. — Slilbotluimnium nudi/ies. On peut observer la continuité entre une strate interne de la couche fondamentale C

et le septum transverse (têtes de flèches). À l’intérieur de celui-ci on distingue une zone médiane plus claire qui

s’élargit latéralement en triangle, au contact des couches latérales. Présence de corps hexagonaux (C.h) au voisi¬

nage du pore.

Fig. 2. — Aspergillus tamarii. Coloration de THIERY. Le septum apparaît dépourvu de polysaccliarides réagissants. Le

raccordement latéral avec une couche pariétale de même nature est, ici encore visible. Le glycogène (Gly) est abon¬

dant dans le cytoplasme, au voisinage du plasmalemme.

Fig. 3. — Structure du septum en coloration ordinaire.

Fig. 1. — Stilbotlianmiuni nudipes. Détail d’un corps hexagonal. On observe nettement autour de ce corpuscule une enve¬

loppe membranaire sans doute en continuité avec la vésicule située au dessus (flèche).

Fig. 5. — Coloration de THIERY, soulignant les lomasomes nombreux au contact du plasmalemme.

Fig. 6. — Cladosporium lierbarum. Mycélium dématié. On observe la continuité des fibrilles entre la paroi et le septum

(flèches). Un début de mélanisation (m) se produit de part et d’autre du sillon médian qui reste apigmenté jusque

dans les triangles latéraux.

Source : MNHN, Paris

PLANCHE 4.

Source : MNHN, Paris

PLANCHE 5.

Observation chronologique du fonctionnement des cellules conidioqènes de Asperyillus tamarii M.P.

Fie. 1. — Formation des phialides au sommet de l'ampoule.

Fig. 2. — Deux heures plus tard, début de formation de la première conidie choisie comme temps 0. Les figures 3, 4 et

5 ont été réalisées toutes les 15 minutes. En 6 (t + 60'), initiation de la deuxième conidie (flèche) dont le déve¬

loppement se prolonge jusqu’en 8 (t + 90').

Fig. 9. — Autre mise au point réalisée au temps t + 90' montrant la paroi épaisse des conidies.

Source : MNHN, Paris

PLANCHE 5.

Source : MNHN, Paris

PLANCHE 6.

Différenciation des appareils conidiens de Stilbothamnium nudipes M.E.B.

Fig. 1. — Formation des bourgeons phialidiques à la surface de l’ampoule. On notera l'ornementation du conidiophore

(C.p.) et les replis pariétaux qui unissent entre eux les bourgeons b.

Fig. 2. — Stade plus avancé de développement des phialides. En arrière-plan stade antérieur à celui de la photo n° 1. Les

échinulations du conidiophore s’estompent sous la pression du renflement apical, ébauche de l’ampoule.

Fig. 3. — Formation des ébauches conidiennes.

Fie. 4. — Différenciation plus marquée de la première conidie C., au sommet de chaque phialide (Ph.) sans discontinuité

dans la paroi commune.

Fig. 5. — Détail de 3. On notera la continuité pariétale très nette entre la cellule sporogène et la première spore (flèche).

Fig. 6. — Stade ultérieur où l’on peut observer sur chaque phialide, une conidie apicale ornementée séparée par une cloi¬

son (flèche) du bourgeon suivant encore lisse. La paroi de la phialide est rompue et forme une sorte de collerette

(cl) à la base du bourgeon.

Source : MNHN, Paris

PLANCHE 6.

Source : MNHN, Paris

PLANCHE 7.

Formation des phialides à la surface de l’ampoule de Asperyillus tamarii M.E.T.

Fia. 1. — La paroi de l'ampoule (Amp.) considérablement épaissie, conserve ses strates constitutives A, B et C. Le cyto¬

plasme forme des fossettes (flèches noires) emplies de vésicules (v) migrant vers la couche la plus interne de la

paroi. Coloration de THIERY.

Fig. 2. — Plus tard, ces vésicules ont pris une disposition groupée en triangle et s'avancent plus profondément dans la

paroi. Leur progression s’accompagne du mouvement de la couche pariétale interne qui les entoure (flèches).

Fig. 3 et 4. — Le nombre des vésicules s’accroît, formant un petit massif entouré d’une paroi légèrement différenciée

(flèches noires) qui s’avance dans la paroi et cause un bombement externe. On notera, à la base de ces formations

l’afflux des vésicules cytoplasmiques.

Source : MNHN, Paris

PLANCHE 7.

Source : MNHN, Paris

PLANCHE 8.

Formation des phialides de Aspergillus tamarii M.E.T.

Fie. 1. — Progression du massif vésiculaire à travers la paroi de l'ampoule (Amp.). Coloration de THIERY. Iv

spécifique des polysaccharides permet de distinguer deux sortes de vésicules (flèches noires et blanche

par leur contenu. R.e. : réticulum endoplasmique.

Fie. 2. — Le cytoplasme, à son tour, progresse à travers la paroi, les vésicules restent très nombreuses et de:

dries (m) se groupent à la base de ces formations. Coloration de THIERY.

Fie. 3 et 4. — Le bourgeon cytoplasmique fait saillie à l’extérieur. Il est entouré d'une paroi provenant de la

couche C de la paroi de l'ampoule (têtes de flèches). Le nombre croissant des vésicules cytoplasmiques

activité enzymatique intense. Coloration de THIERY.

coloration

s) différant

base de la

1 su ggère une

Source : MNHN, Paris

PLANCHE 8.

Source : MNHN, Paris

PLANCHE 9.

Formation des phialides de Asperyillus tamarii (fin) M.E.T.

Fie. 1 et 2. — Suite de la progression externe du bourgeon, qu’aecompagne le (lux de vésicules. Certaines d’entre elles

libèrent leur contenu polysaccharidique à l'extérieur du plasmalemme (têtes de flèches), tandis que d'autres peuvent

le traverser en conservant leur structure (flèches). Elles peuvent être groupées ou solitaires. Coloration de THIERY.

Fie. 3. — Base d’une phialide fonctionnelle séparée de l’ampoule par une cloison. W : corps de Woronine. On peut encore

observer l’origine endogène de la paroi (flèches). Coloration de THIERY.

Fie. 4 et 5. — Penicilliopsis dichotomus.

Fie. 4. — Premier stade de formation des phialides latérales d’un verticille. Individualisation d'une strate interne (têtes de

flèches) dans la paroi latérale de l’hyphe porteuse (H p). La pellicule externe A est rompue (flèche). On note la

présence de vésicules cytoplasmiques (v) qui viennent fusionner avec le plasmalemme, et d’un volumineux noyau (N),

k ce niveau.

Fig. 5. — La différenciation de la paroi du bourgeon latéral s’accentue. Sa progression vers l’extérieur (sens de la flèche)

s’accompagne de la rupture des couches externes (A, B et la partie externe de C) de la paroi de l’hyphe porteuse

(H p).

Source : MNHN, Paris

PLANCHE 9.

Source : MNHN, Paris

PLANCHE 10.

Formation de ta première s/wre chez Asperyillus lama rii M.E.T.

Fie. 1. — Sommet d’une phialide non fonctionnelle. On remarque la concentration apicale des vésicules cytoplasmiques

puis les mitochondries en arrière et, enfin, les noyaux. Cette disposition rappelle celle d’un apex hypltal. Colora¬

tion de THIERY.

Fie. 2. — Début de différenciation de l’initiale conidienne. L’organisation cytoplasmique change. Le réticulum (Re) perd son

orientation axiale et des groupes de vésicules peuvent être observés bien en deçà de l’apex (têtes de flèches). Colo¬

ration de THIERY.

Fie. 3. — L’ébauche conidienne s'arrondit et l’on peut y observer l’orientation circulaire des organites cytoplasmiques,

des travées de réticulum principalement. Mn04K.

Fie. 4. — Autour du primordium conidien, la couche C se retrouve tandis que A et B ne sont pas encore constituées autour

de l’apex. Coloration de THIERY.

Source : MNHN, Paris

PLANCHE 10.

Source : MNHN, Paris

PLANCHE 11.

Conidiogenèse chez As/>eryillus tamarii M.E.T.

Fig. 1. — Formation d’un septum de type hyphal entre la phialide et la conidie.

Fig. 2. — Les composants A, B et C sont encore visibles dans la paroi de la phialide. Différenciation du sillon médian

(Sm) et de ses prolongements latéraux accompagnée du clivage longitudinal de la couche latérale C de la phialide,

en Cl externe et C2 interne. Coloration de THIERY.

Source : MNHN, Paris

PLANCHE 11.

Source : MNHN, Paris

PLANCHE 12.

Différenciation du septum conidien chez Aspergillus tumarii M.E.T.

Fie. 1. — Epaississement du septum entre la phialide et la conidie. Giy : glycogène. Tout au long de sa différenciation le

septum reste perforé.

Fie. 2. — Début de différenciation d’une couche lamellaire (Cli) de part et d’autre du sillon médian au contact de C2.

Coloration de TH1ERY.

Fig. 3. — La couche lamellaire intermédiaire (Cli) est bordée des deux côtés, par les enveloppes C2 entourant la conidie

distale et le bourgeon suivant. Latéralement elle repousse la strate Cl et les composants externes de la paroi fon¬

damentale.

Fig. 4. — Stade plus avancé de différenciation de la couche lamellaire intermédiaire qui gagne l’enveloppe sporale (flèches).

Source : MNHN, Paris

PLANCHE 12.

Source : MNHN, Paris

PLANCHE 13.

Evolution du septum conidien au cours de la maturation sporale de Aspergillus tamarii M.E.T.

Fie. 1. — Structure du connectif unissant les conidies et le bourgeon suivant. On y distingue la pellicule externe A(+ B)

et la couche Cl. A l’intérieur de cette enveloppe commune se différencient les primordiums délimités par le plas-

malemme, la couche C2 et la couche lamellaire intermédiaire (Cli), séparée par une zone médiane Zm. Coloration

de THIERY.

Fie. 2. — Début de la lyse ponctuelle de la couche lamellaire intermédiaire (flèches). On note un pore septal (P) étiré

entre deux conidies successives. Gly : glycogène. Coloration de THIERY.

Fie. 3. — Début de la différenciation de la paroi sporale (P s), à l’intérieur du connectif. La structure lamellaire et le sil¬

lon médian Zm persistent dans la cloison. Coloration de THIERY.

Fie. 4. — Détail de la formation d’une couche linéaire, fortement polysaccharidique (flèches), à l’extérieur du plasma-

lemme (PI) de la spore. Coloration de THIERY.

Source : MNHN, Paris

PLANCHE 14.

Structure de l'épaississement pariétal du col de la phialide de Aspenptlus tamaru M.E.T.

Fig. 1. — Deux phialides voisines sur une même ampoule aspergillaire montrent un épaississement semblable du col, à

deux couches superposées (têtes de flèches) qui témoignent du fonctionnement synchrone des cellules sporogènes.

Fig. 2. — Épaississement pariétal du col plus prononcé chez une phialide âgée où la structure lamellaire est nettement

visible. On peut dénombrer ici au moins quatre couches (têtes de flèches) correspondant à l’émission de quatre

Source : MNHN, Paris

PLANCHE 14.

Source : MNHN, Paris

PLANCHE 15.

Détail des différentes strates /itiriéla/es an niveau du col des [diialitles de StUbathamnium muU/tes M.E.T.

Fie. I. — La paroi de la phialide (Ph) sc clive en une couche externe Cl et une interne C2 qui s'applique au bourgeon

conidien (B c) dont elle forme la paroi. Entre ces deux strates s’observe un épaississement pariéial lamellaire (E p) plus

ou moins important selon l'activité sporogène de la cellule (on comparera sur ce point les ligures 2 et 3).

Fie. 2. — Phialide jeune h cytoplasme dense. L'é|>aississement latéral du col est de faible amplitude et marqué par deux

stries longitudinales. Coloration de THIERY.

Fig. 3. — Phialide beaucoup plus âgée comme en témoignent le contenu cellulaire varuolisé et l'épaississement pariétal

considérable au niveau du col. On y dénombre environ 7 stries longitudinales reflétant le nombre de conidies pro¬

duites. Le bourgeon conidien (Be) est toujours enveloppé par une strate interne de la paroi phialidiqur.

Source : MNHN, Paris

PLANCHE 15.

Source : MNHN, Paris

PLANCHE 16.

Formation et clivage de la cloison entre phialides et conidies de Stilbothamnium nudipes M.E.T.

Fig. 1, 2 et 3. — Stades successifs de la progression centripète de la paroi latérale conduisant à un septum de type hyphal,

en dessous de l’orifice de la phialide (OP). C : Conidie, Ph : Phialide.

Fig. 4. — Différenciation du sillon médian (Sm) et des deux strates parallèles constituant l’une la base de la conidie (C),

l’autre entourant le sommet de la phialide (Ph).

Fig. 5. — La cloison se trouve portée à l’extérieur du col et ses composants latéraux commencent à se désagréger (têtes

de (lèches).

Fig. 6. — Cloison mitoyenne entre deux conidies. Elle est fortement épaissie et commence à subir un clivage centripète au

niveau du sillon transverse. La pellicule externe (pe) se reconstitue au fur et à mesure de la séparation.

Source : MNHN, Paris

PLANCHE 16.

Source : MNHN, Paris

PLANCHE 17.

Clivage du septum et libération des conidies en chaînes de Stilbothamnium nudipes.

Fig. 1 : M.Ë.T ., Fig. 2 à 5 : M.E.B.

Fie. 1. — Chaînette de deux conidies en voie d'individualisation. Le clivage n’a pas encore atteint la zone centrale du sep¬

tum entre les deux conidies. La spore inférieure contient au moins trois noyaux.

Fie. 2. — Séparation des conidies; stade ultérieur à la figure 1. Les conidies révèlent une surface d’accolement formée

d’un plateau central (p c) uniforme (au niveau de Ta zone commune) entouré d’un bourrelet périphérique (b).

Fie. 3 à 5. — La maturation entraîne peu à peu la restriction du plateau central qui se trouve finalement limité à une

sorte de bouton (flèches (ig. 4 et 5). Les spores restent aplaties à la base où elles sont faiblement ornementées.

Source : MNHN, Paris

PLANCHE 17.

Source : MNHN, Paris

PI.ANCHE 18.

Maturation de la paroi sporale de Aspergillus tamarii M.E.T.

Fig. 1. — Différenciation de l'endospore (E s) et désagrégation des constituants fibrillaires de la gaine commune qui emplis¬

sent les ornementations externes, c p : couche polysaccharidique interne. Coloration de THIERY.

Fig. 2. — Spore mûre non détachée. On distingue encore, dans le connectif, le pore étiré et la structure lamellaire (Cli).

La pellicule externe se poursuit du connectif à la spore. Gly : Glycogène. Coloration de THIERY.

Fig. 3. — Aspect superficiel d’une conidie montrant la présence de faisceaux de fibrilles entrecroisés (rodlets). Réplique

de Carbone.

Fig. 4. — Spore libérée. La paroi est constituée par une fine couche polysaccharidique enveloppant l’espace périplasmique

(c p), puis une couche fondamentale (endospore) d’épaisseur et de texture régulière et une pellicule externe repliée

en digitations dont le contenu résiduel semble avoir disparu. La conidie est binucléée et contient des réserves lipi¬

diques et glycogéniques. Coloration de THIERY.

Source : MNHN, Paris

PLANCHE 18.

Source : MNHN, Paris

Conidiogenèse acropète chez Clados/xjrium cladusporioides M.E.T.

Fie. 1. — Conidiophore. Les deux cicatrices apicales (flèches) sont contiguës et l’on n’observe ici aucun signe d’allongement

du conidiophore. L : lipides.

Fie. 2. — Premier stade de formation d’un bourgeon latéral (flèche blanche) sur une conidie intercalaire, à deux cicatrices

opposées. On observe un noyau central et des globules lipidiques groupés principalement aux extrémités de la cel¬

lule. Coloration de THIERY.’

Fig. 3. — Stade plus avancé de bourgeonnement secondaire. On note la présence de microvésicules (v) nombreuses dans

le petit bourgeon apical seulement enveloppé d’une mince paroi issue de C. Coloration de THIERY.

Fig. 4. — Reconstitution des composants pariétaux externes autour de la conidie fille et migration des organites cytoplas¬

miques. Coloration de THIERY.

Fig. 5. — Détail de la figure 2 : La pellicule externe et la couche B sont rompues autour d’une légère protubérance du

cytoplasme enveloppée de la strate pariétale interne. Coloration de THIERY.

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PLANCHE 20.

Conidiophores et conidies de Cladosporium.

Fig. 1, 2. 3 et 4 : Fig. 5 et 6 : M.P.

Fig. 1 et 2. — Conidiophores de Cladosporium herbaruni. On observe nettement les cicatrices étagées le long des fila¬

ments fertiles. Elles sont parfois groupées sur des nodules (flèches).

En 2 : Détail des cicatrices conidicnnes formées d’un bourrelet circulaire latéral (Bl) entourant un dôme

central (DC) percé d’un pore.

Fig. 3. — Cladosporium cladosporioides. Sommet de conidiophore auquel est encore attaché un bouquet de conidies. Les

cicatrices d’insertion ont la même structure que chez Cladosporium herbarum.

Fig. 4. — Conidie bourgeonnant une conidie fille.

Fig. 5 et 6. — Cermination des conidies en milieu liquide, donnant directement naissance à une chaîne conidienne ou à un

conidiophore court. G. X 500.

Source : MNHN, Paris

PLANCHE 20.

Source : MNHN, Paris

PLANCHE 21.

Conidiophore et conidie de Cladosporium herbarum M.E.T.

Fu:. 1. — Conidiophore jeune. La mélanisation est localisée aux strates externes de la paroi. Au sommet, on observe la

cicatrice d’insertion d’une conidie (flèches). Le bourrelet latéral (Bl) est en continuité avec les strates externes du

conidiophore tandis que la couche inférieure du septum conidien, qui constitue le plateau central, s’insinue latéra¬

lement dans la paroi fondamentale. Sur la droite on observe la repousse latérale du conidiophore (sens de la

flèche). L : lipides, W : corps de Woronine.

Fie. 2. — Ramo-conidie (conidie à deux points de bourgeonnement secondaire). Dans cette cellule conidienne allongée, cloi¬

sonnée, on observe deux cicatrices apicales juxtaposées, dans deux plans differents. L’ornementation est beaucoup

plus marquée dans la cellule basale. On notera l'abondance des réserves lipidiques.

Source : MNHN, Paris

PLANCHE 21.

Source : MNHN, Paris

PLANCHE 22.

Conidiophores de Cladosporium herbarum M.E.T.

1. — La zone fertile du conidiophore (C ph) est cloisonnée à la base (Cl). On peut observer ici 3 cicatrices étagées.

Chacune d’elles est constituée d'un dôme central (De) entouré d’un bourrelet circulaire (Bl). Les strates mélanisécs

sous-jacentes sont superposées, respectant une strate hyaline contre le plasmalemme (PI).

2. — Détail d’une cicatrice conidienne avec dôme central (De) et bourrelet latéral (Bl).

3. — Détail de la superposition des couches mélanisécs qui souligne l’origine endogène de la paroi de la repousse du

conidiophore après l’émission d’une conidie. Sur la photo, le sens d’accroissement est de la droite vers la gauche.

Au niveau des flèches on observe la rupture successive des strates pariétales externes du conidiophore sous l’effet

de la repousse axiale. La couche hyaline, h la face interne de C, persiste tout au long du conidiophore.

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PLANCHE 22.

Source : MNHN, Paris

PLANCHE 23.

Stades mûrs et germinations de conidies de Claiiosporium M.E.T.

1- — Conidie de C. cladosporioides. I-a paroi ornementée conserve les constituants fondamentaux A, B et C. L’orifice

basal, au milieu de la cicatrice, est obturé par un corps de Woronine. La pigmentation n'atteint pas la couche C2.

2. — Cladosporium herbarum. Entre la couche fondamentale lamellaire C2 et les strates externes Cl, B et A, on dis¬

tingue ici une nouvelle enveloppe granuleuse, l’endospore, imprégnée de mélanine (E m).

3. — Germination d’une ramo-conidie de Cladosporium cladosporioides. La sortie du tube germinatif (T g) entraîne la

rupture de l’enveloppe mélanisée de la paroi latérale. Sa paroi provient de la couche fondamentale de la spore.

4. — Germination d'une conidie de Cladosporium herbarum. On notera l’atténuation des structures ornementales en

milieu liquide (comparer avec la figure 2). Les couches externes sont fracturées et le filament germinatif montre la

même genèse pariétale que précédemment.

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PLANCHE 23.

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1 564 013 T 72

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